细胞转染及克隆筛选（五篇材料）

第一篇：细胞转染及克隆筛选

筛选之前确定G418浓度： 1，由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的G418有效成分的比重不同，一般1g的粉剂中有效的G418含量大约为0.722g。

2，G418 是新霉素的类似物，两者都是通过抑制核糖体的功能和蛋白质的合成而杀死细胞的。但是新霉素对真核细胞无作用而G418对细菌和真核细胞都起作用。neo就是编码3‘磷酸转移酶的基因，它表达的蛋白能够分解新霉素和G418。在进行转染时细胞膜受到影响，抗生素可能对细胞产生较大影响，加上G418有杀菌作用，所以有人主张转转染时不加其它抗生素。

3，汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50% 4，G418的活性不尽相同，所以在筛选之前，一定要确定G418的最佳筛选浓度。具体如下：将细胞稀释到1000个细胞/ml，在100ug/ml~1mg/ml的 G418浓度范围内进行筛选，选择出在10~14天内使细胞全部死亡的最低G418浓度来进行下一步的筛选试验。一个具体试验：3*106个细胞电转后，分别接种1/4000，1/1000，1/300细胞到24孔板中，48h后加药筛选，此时1/300细胞孔内大约50%汇合度。理论上1/4000孔内应有4%的汇合度。筛选9天后，观察1/4000孔内有两三个克隆，按比例1/300孔内应该有几十个克隆，事实上，它们几乎全死光了，只有几个克隆。加药时间和维持浓度

1，由于基因转染到细胞内之后要一段时间才能表达出蛋白质。所以筛选不能太早；但是也不能太晚，因为转染了外源基因的细胞代谢负荷较大，增值较慢，时间长了就会被没有外源基因转入的细胞所淹没，最终导致筛选不出阳性克隆，一般要在转染24小时之后才开始加G418筛选。随着细胞的代谢G418的浓度和活性都回下降，所以每3~5天都要更换一次含有G418的筛选液。这时药物浓度可以降至200ug/ml。

2，加抗生素的时机，主要是考虑插入到细胞基因组的抗性基因是否已经得到表达。一般是转染48小时后加入抗生素。挑出单克隆后就可以用维持浓度，一般是筛选浓度的1/2。关于维持浓度，有人说细胞会出现对抗生素的抗性，应不断提高其浓度。而且，如果你要挑选到几个阳性克隆中较高表达的克隆的话，可以调整抗生素的浓度。当然，抗性基因高表达，目的基因不一定就跟着高表达。

筛选时的培养液

加药筛选约6天左右，细胞会大量死亡，孔中只剩下的细胞寥寥无几。这时会出现两个问题： 1，死亡的细胞会裂解释放出有害物质，导致那些有neo表达的阳性细胞死亡，即非选择性死亡，因此要及时换液，孔中细胞数目很少，细胞之间的信号会变得很弱，也会导致阳性细胞的状态不佳甚至死亡。这个时候需要一种特殊的培养液：假如你要转染3T3细胞，在3T3 细胞汇合度达到80%的时候，换液，培养过夜之后收集培养液，通过滤器消毒，和新鲜的培养液按1：1混合备用。再转染后筛选过程中就可以应用这种培养基。3，适当增加血清浓度。

筛选时出现的问题及其解决办法：

1，问题1。做hela细胞的筛选，现在已经筛选3周，在6孔板中已经长出一些细胞簇，想把它挑到96孔板中，就用2ul胰酶消化，在消化过程中，胰酶扩散，细胞已经四散开，和周围的其它细胞簇融合在一起（我的细胞簇离的很近），就是说几个细胞簇被胰酶融合在一起，那样根本没有办法做下去了，该怎么办？

a、可以减少胰酶量；胰酶在加入之前要用37度温箱预热，并且PBS润洗细胞层，以减少可能残存的血清的影响；

b、加入胰酶后，稍过几秒钟就可以吸走消化液了，不用吸干净，然后放到37度温箱中继续作用1MIN，这时，消化酶可以继续作用的，又可避免胰酶扩散；

c、显微镜下观察细胞完全松散开，就可以在你感兴趣的局部加培养基，并吸走你的可隆了呀

d、具体消化的时间，你注意摸索一下，如果 步骤2中显微镜下见细胞尚未完全松散开，可以再重复的，直到松散开，能够被吸走为止。

我的建议：

1、在100mm dish中挑克隆，细胞分的稀一点。

2、把细胞全部消化下来，在96孔板中逐步稀释获得单克隆

2，问题2。筛选成功的概率：只要有抗性加压筛选，挑选到的机率还是比较大的。一般能挑到稳定表达的概率我认为大概有70－80％，但是想挑到表

达量高且能稳定表达的，不大容易。这个可能是在染色体上，合适的整合位点太少的缘故。

3，问题3。细胞形态的改变：稳定转染后阳性克隆均出现不同程度的细胞形态的改变。想请教各位有经验的高手，你们做稳定转染时有此发现吗？我的也是，而且好象还有好几种不同类型的细胞。不过，我转的是一种抑癌基因。

4，问题4。单克隆化的时机和个数：加药筛选时, 一般等到确认的转染细胞长到70%以上时,再做有限稀释法, 以克隆出阳性细胞, 同时要保持适当的药物浓度,以防突变和污染。若细胞长好了,如有40%以上,就可以有限稀释了一般，筛选5，6个克隆就有需要的克隆，但保险起见，筛10个吧。

5，从单克隆化时开始，就要加大营养，清和生长因子。单克隆化的操作方法；

1.方法1。单克隆细胞的培养就是这样的,我现在作了15个96孔板的单克隆,总共才得到大约50株单克隆在做时候应保证每个孔中的细胞是一个,因此,我一般在200毫升的培养液中加入小于96个的细胞,这样平均到每个孔中因该可以由满意的结果你所说的现象我也遇到过,我也百思不得其解,只好做多一点的96孔板来补充。培养SPC-A1（人肺癌细胞），转染了EGFP，然后进行了G418抗性筛选和96孔板单克隆筛选，最终获得了成功将我的实验步骤写出来，希望对你有所帮助。

2.方法2。实验步骤大致为：预先对96孔板除第一排之外的所有孔加含15%胎牛血清的细胞培养液，0.1ml/孔，并放于细胞培养箱中温育，然后胰酶消化稳定表达GFP的细胞，细胞液稀释至密度为1000cell/ml的单细胞悬浮液，上述细胞液接种于96孔板的第一排，0.2ml /孔，从中吸取0.1ml细胞溶液接种于第二排，混合后，从第二排中吸取0.1ml接种于第三排……，一直到第八排，最后一排都丢弃0.1ml细胞液，操作示意图见下图。一般来说，每一列都会有某个孔中只有1~2个细胞。

3.方法3。我的改进之处：我在显微镜下观察，标记孔中小于10个细胞的孔，然后在显微镜下用记号笔在皿底把单个荧光细胞圈住，然后在操净台里用灭过菌底牙签将圈外的细胞戳死，这样留在孔中的就是单克隆了，通过这样的，我一共获得了6株单克隆。但需注意的是：时间不能超过30min，否则细胞极容易死亡。解决操作时间长的方法：拿一个96板，在里面随便种一些细胞，然后用牙签练习，我练了5～6次后非常熟练了

培养液：最好是含15％的胎牛血清，加大营养，有利于细胞生长；另外一种方法是对还没有变黄的细胞液进行过滤，过滤后的培养含有很多生长因子，可以作为单克隆的培养液。然后先在显微镜下把要挑的单克隆初看一遍，算一下大概要挑几个，然后在96孔板内先加好培养基，再将6孔板内的培养基吸出，加入少量的胰酶，大概能盖住板底即可，然后在显微镜下观察细胞状态，在有些变圆时，即用10ul枪在显微镜下直接吸克隆，放入事先准备好的加了培养基的96孔板内，先吸大的克隆，在胰酶完全起到作用使细胞松散扩散开了时，已经吸了将近十个克隆了，动作快一些时能吸十几个克隆，我做过几次了效果很好，没有出现污染。（在要进行操作时，用酒精将手好好擦擦，将显微镜用新洁尔灭也擦一下，一般不会有什么问题），你可以试试，只要小心一些就行了。

5.方法5。关于稳转的方法，好像园子里很多xdjm都用的是有限稀释法来作，但是我们实验室基本上都不用九十六孔做有限稀释来作单克隆的，一般的做法都是这样： 1。3.5cm皿铺细胞，长到大概80％以上的时候作转染。

2。转染后一天消化，传到一个大皿（1：6）或者两个大皿（1：12）。3。再过一天后加入带G418的培养基。

4。依据细胞不同，大概从加入G418的第三天到第八天之间细胞开始出现大量死亡，活下来的细胞就形成单克隆。

5，单克隆长到相对较大的集落后，于显微镜下用200ul枪挑取细胞集落，一般挑上48个，种在两块24孔板上。

6。于24孔板上继续培养，约4、5天后即可消化传代，取部分作收蛋白western之用，根据western结果确定真阳性。

我们基本上都是这样pick stable的，除非一些对细胞生长抑止作用强大或者apoptosis的inducer之类的基因比较难挑到stable外，一般还都能挑到 stable。当然，转染效率不能太低，超过50％就相对比较容易了，10％以上的可能最后形成的细胞集落就少，而且真阳性也较少。对于那些转染效率很低的细胞，我会连续转染三次（中间如果细胞长满了就传代），好像比较有效。

除非是类似带GFP这样能直接观察到是否真阳性的基因，我们才用有限稀释法来作，要不好像也太麻烦了吧？耗时也多

单克隆化后细胞特点和处理：

1.单克隆后细胞生活习性改变：考虑质粒的表达对细胞的生长有一定的影响，查文献确认一下。

2.单克隆后的培养需要多加些血清，再传代时保证板子不影响细胞贴壁，避免出现传代后细胞浮起来后死亡的现象。

3.筛选成单克隆后，不加药培养2代，再加药继续筛选两代，此时如果不出现死亡细胞则可以认为是稳定细胞系。复苏后加G418传代2次，然后按部就班。

4.过一段时间再筛选时，G418的浓度有人认为需要比稳转时小写，此外，加药后对蛋白质的表达，细胞形态有影响，因此做功能时要停药培养合适时间后再做。5.稳转PA317细胞后再此筛选（需要隔一段时间再加压筛一次），细胞也是死的厉害，不过还是可以筛到，不过需要用合适的浓度。可以在细胞传几代后，分出一小部分，不加G418培养一段时间，然后再加你维持细胞的抗性的G418浓度培养一天看细胞会不会死亡，如果死亡，说明外源基因还没有丢失。

6.有人这样做的：转染加药一段时间后，板子上出现了几个克隆，如果有几十个克隆，然后挑其中七八个克隆到24孔板里继续加药筛选，等24孔长满后再转到6孔板继续加药筛选，6孔板里长差不多满后，每孔消化下来大概一半做WB鉴定目的基因表达，剩一半留着继续加药培养，等WB结果出来有阳性的孔就保留下来，阴性的丢掉。

单克隆化后鉴定：

1.稳定转染细胞，通过PCR鉴定，发现目的基因并不上调，瞬时转染表达是增高的。原因：瞬转是在强启动子下,稳转时你得到的细胞株可能失去了此启动子,或者是改变了细胞的生理特性!用WB和瞬转对照鉴定一下。

2.转染后质粒整合到基因组是随机的，一般两月后（传代10代以上）还表达你想要蛋白的单克隆可以认为是整合了质粒的。

第二篇：转染、G418筛选、单克隆化的总结

1，由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的G418有效成分的比重不同，一般1g的粉剂中有效的G418含量大约为0.722g。3，汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50% 加药时间和维持浓度

2，加抗生素的时机，主要是考虑插入到细胞基因组的抗性基因是否已经得到表达。一般是转染48小时后加入抗生素。挑出单克隆后就可以用维持浓度，一般是筛选浓度的1/2。筛选时的培养液

1，死亡的细胞会裂解释放出有害物质，导致那些有neo表达的阳性细胞死亡，即非选择性死亡，因此要及时换液 3，适当增加血清浓度。

1，问题1。做hela细胞的筛选，现在已经筛选3周，在6孔板中已经长出一些细胞簇，想把它挑到96孔板中，就用2ul胰酶消化，在消化过程中，胰酶扩散，细胞已经四散开，和周围的其它细胞簇融合在一起（我的细胞簇离的很近），就是说几个细胞簇被胰酶融合在一起，那样根本没有办法做下去了，该怎么办？ b、加入胰酶后，稍过几秒钟就可以吸走消化液了，不用吸干净，然后放到37度温箱中继续作用1MIN，这时，消化酶可以继续作用的，又可避免胰酶扩散； d、具体消化的时间，你注意摸索一下，如果在步骤2中显微镜下见细胞尚未完全松散开，可以再重复的，直到松散开，能够被吸走为止。

2，问题2。筛选成功的概率：只要有抗性加压筛选，挑选到的机率还是比较大的。一般能挑到稳定表达的概率我认为大概有70－80％，但是想挑到表达量高且能稳定表达的，不大容易。这个可能是在染色体上，合适的整合位点太少的缘故。

想请教各位有经验的高手，你们做稳定转染时有此发现吗？我的也是，而且好象还有好几种不同类型的细胞。不过，我转的是一种抑癌基因。5，从单克隆化时开始，就要加大营养，血清清和生长因子。

方法1：单克隆细胞的培养就是这样的,我现在作了15个96孔板的单克隆,总共才得到大约50株单克隆在做时候应保证每个孔中的细胞是一个,因此,我一般在200毫升的培养液中加入小于96个的细胞,这样平均到每个孔中因该可以由满意的结果你所说的现象我也遇到过,我也百思不得其解,只好做多一点的96孔板来补充。培养SPC-A1（人肺癌细胞），转染了EGFP，然后进行了G418抗性筛选和96孔板单克隆筛选，最终获得了成功将我的实验步骤写出来，希望对你有所帮助。方法3：我的改进之处：我在显微镜下观察，标记孔中小于10个细胞的孔，然后在显微镜下用记号笔在皿底把单个荧光细胞圈住，然后在操净台里用灭过菌底牙签将圈外的细胞戳死，这样留在孔中的就是单克隆了，通过这样的，我一共获得了6株单克隆。但需注意的是：时间不能超过30min，否则细胞极容易死亡。解决操作时间长的方法：拿一个96板，在里面随便种一些细胞，然后用牙签练习，我练了5～6次后非常熟练了

方法4：我曾经帮同事做过挑单克隆，直接将倒置显微镜搬到操净台内紫外照射30分钟，然后先在显微镜下把要挑的单克隆初看一遍，算一下大概要挑几个，然后在96孔板内先加好培养基，再将6孔板内的培养基吸出，加入少量的胰酶，大概能盖住板底即可，然后在显微镜下观察细胞状态，在有些变圆时，即用10ul枪在显微镜下直接吸克隆，放入事先准备好的加了培养基的96孔板内，先吸大的克隆，在胰酶完全起到作用使细胞松散扩散开了时，已经吸了将近十个克隆了，动作快一些时能吸十几个克隆，我做过几次了效果很好，没有出现污染。（在要进行操作时，用酒精将手好好擦擦，将显微镜用新洁尔灭也擦一下，一般不会有什么问题），你可以试试，只要小心一些就行了。1。3.5cm皿铺细胞，长到大概80％以上的时候作转染。3。再过一天后加入带G418的培养基。

5，单克隆长到相对较大的集落后，于显微镜下用200ul枪挑取细胞集落，一般挑上48个，种在两块24孔板上。

我们基本上都是这样pick stable的，除非一些对细胞生长抑止作用强大或者apoptosis的inducer之类的基因比较难挑到stable外，一般还都能挑到stable。当然，转染效率不能太低，超过50％就相对比较容易了，10％以上的可能最后形成的细胞集落就少，而且真阳性也较少。对于那些转染效率很低的细胞，我会连续转染三次（中间如果细胞长满了就传代），好像比较有效。单克隆化后细胞特点和处理：

2.单克隆后的培养需要多加些血清，再传代时保证板子不影响细胞贴壁，避免出现传代后细胞浮起来后死亡的现象。

4.过一段时间再筛选时，G418的浓度有人认为需要比稳转时小些，此外，加药后对蛋白质的表达，细胞形态有影响，因此做功能时要停药培养合适时间后再做。6.有人这样做的：转染加药一段时间后，板子上出现了几个克隆，如果有几十个克隆，然后挑其中七八个克隆到24孔板里继续加药筛选，等24孔长满后再转到6孔板继续加药筛选，6孔板里长差不多满后，每孔消化下来大概一半做WB鉴定目的基因表达，剩一半留着继续加药培养，等WB结果出来有阳性的孔就保留下来，阴性的丢掉。1.稳定转染细胞，通过PCR鉴定，发现目的基因并不上调，瞬时转染表达是增高的。原因：瞬转是在强启动子下,稳转时你得到的细胞株可能失去了此启动子,或者是改变了细胞的生理特性!用WB和瞬转对照鉴定一下!适应角色转变，扎实开展团的工作

———共青团铁东区委书记的述职报告

2011年是适应角色转变、思想进一步成熟的一年。这一年，自己能够坚持正确的政治方向，紧紧围绕党的中心，立足本职岗位，较好地完成本线的工作任务。自己政治觉悟、理论水平、思想素质、工作作风等各方面有了明显的进步和提高。总的来说，收获很大，感触颇深。

一、以德为先，进一步提升个人思想素质

过去的一年，我以一个共产党员的标准，以一个团干部的标准严格要求自己，在个人的道德修养、党性锻炼、思想素质上有了很大的进步。一是道德修养进一步提高。作为一个团干部，我的一言一行、我的自身形象将直接影响到团委各成员，甚至更广大的青少年。因此，在日常的工作和生活中，我每时每刻提醒自己，从小事做起，注重细节问题，做到干净做人、公正做事，以平常心看待自己的工作，要求自己在工作中诚实、守信、廉洁、自律，起好表率作用。二是党性锻炼得到不断加强。不断加强自己的党性锻炼，我严格按照《党章》和《中国共产党党员纪律处分条例》来要求和约束自己的行为，牢记党的宗旨，在团的工作中，以广大青少年的权益为出发点，务求时效。三是政治思想素质不断提高。一年来，我继续加强学习，积极参加理论中心组学习，经常自发利用休息时间学习，积极参加团省委组织赴井冈山革命传统与理想信念教育专题培训班、区委区政府组织赴清华大学县域经济培训班，通过“看、听、学、思”，进一步加深了对马列主义、毛泽东思想、邓小平理论、“三个代表”重要思想的理解，进一步系统掌握了党在农村的路线、方针、政策以及对共青团工作的要求。特别是党的十七届六中全会以来，我通过学习原文、听专家讲课等，开拓了思想新境界，政治思想素质有了新的飞跃。

二、以能为先，进一步加强组织工作能力

在上级领导的信任和支持下，我本人也自加压力，抓住一切机会学习，注重与同事、与兄弟单位团委书记的交流，虚心请教，不耻下问，使各项工作都有序地开展。一是工作的统筹安排能力不断加强。我尽量做到工作提前一步，有计划、有安排、有预见性，保持思路清晰和决策的科学，力求操作有序，顺利开展。二是工作的协调能力不断加强。在工作中，我注重与上级的及时衔接、汇报，同时也注重与基层的交流沟通，听取多方意见和建议，从大局出发，对上做好配合，对下做好团结。三是有创新地开展工作。在工作中，我注重不断创新，使工作保持生机，使管理不断趋向人性化、合理化。

三、以勤为先，进一步提高团的业务水平担任团委书记以来，认真了解情况、掌握知识，积极向团委领导、向前任书记学习、请教，了解团情、团史，努力掌握团的基本运作方式程序，便于更好地开展工作。加强沟通了解，增加感情，深入基层，了解基层团组织和团员青年的有关情况，以“活动”来强化自己的知识和水平。一年来，我立足以活动来促使自己尽快适应角色，迎接挑战。今年五四，团区委以全区人居环境整治为依托，以“五四火炬传承九十二载生生不息，铁东青年投入人居环境立志强区”为引领，积极开展了“共青团路，红领巾街”，“铁东青年林”等一系列活动。在活动中，增长了知识，深化了理解，使自己对团务工作有了全面的、系统的提高，为今后更好地提高团的业务水平打下了坚实的基础。

四、以绩为先，进一步完善团的组织建设

把《关于进一步深化“党建带团建”工作的实施意见》落到实处，把党的要求贯彻落实到团的建设中去，使团的建设纳入党的建设的总体规划。依托党建，从政策层面来解决和落实基层团组织存在的问题和困难。一是基层团干部的待遇问题。积极争取党组织在团干部配备上的重视和支持，基层团干“转业”得到了很好的安排（叶赫的荣威，住建局遇良，卫生局王国宴等）；二是解决好基层团组织活动的经费问题。积极争取专项，今年为每个乡镇街道从团省委争取经费三千元，共计三万六千元；三是团的基层组织格局创新工作。按照“1＋4＋N”模式，通过换届调整选配了大批乡镇（街道）团干部，变原有的“团干部兼职”模式为现在的“兼职团干部”模式，提升了基层团组织的凝聚力和战斗力。此次工作得到了团市委的充分认可，2011年四平市组织部班工作会议在我区召开。

以服务青年需求为目的，从单一组织青年开展活动转到生产环节，开展就业培训、创业交流、贫富结对；以服务党政中心为目的，发挥团组织自身优势，引导青年树立市场意识和投资意识，强化科技意识和参与意识，投身知识化、信息化和现代化、文明创建、环境整治、植绿护绿、社会治安等活动，把党政思路实践好。突出做好当前新兴的农村、社区和非公经济组织建团工作，延长团的工作手臂，丰富团的组织形式。先后与农联社、吉林银行等多家金融机构积极协调，为青年创业就业提供帮扶支持。特别是吉林银行的“吉青时代”小额贷款项目更得到团省委的无偿贴息。

五、以廉为先，进一步保持清正廉明形象

作为新任职的年轻干部、党员干部，我既感受到了组织的信任与关怀，同时也感受到了责任重大。我区在党委和政府的带领下，励精图治、奋发图强，取得了辉煌的成绩。越是这种时候，就越需要我们这些干部保持清醒的头脑，保持共产党员的先进本色。深知，作为一级干部，应该努力做到“清正廉洁”。古人说“物必自腐而虫生”，腐败现象表现上看来是经济问题、道德问题，但深层次的原因却是理想信念出了问题。要不断加强实践锻炼，要结合党的历史经验、改革开放和社会主义建设的实践以及自己的工作和思想实际，来刻苦磨炼自己。勇于剖析自己，积极开展自我批评，净化自己的灵魂。不断增强拒腐防变意识。在思想上、在行动上、生活中争作表率。在团区委开展“争做勤廉表率，竭诚服务青年”主题教育,召开机关党风廉政建设宣传教育活动动员会，全面启动党风廉政建设宣教活动。按照学习贯彻区委、区纪委关于党风廉政建设和反腐败工作的部署和要求，学习党的十七届六中精神，强化组织领导，制定工作计划。我们根据2011年党风廉政建设责任制考评要求，为了做好党风廉政建设和反腐败工作，成立了团区委党风廉政建设领导小组，并由我任组长。按照“一岗双责”的责任要求，明确了单位正职领导作为第一责任人，每年约谈团干部一次，就有关廉洁从政个人“不准”和“禁止”行为适时对所管的团干部进行廉政谈话。

在2012年即将到来之际，共青团区委迎来组织部考核组，对共青团区委一年来的工作进的实地测评，感谢组织的帮助与关怀，今后我们更要自觉地接受组织的监督与考核。铁东区的发展已经取得了令人瞩目的成就，而今又开始了新的征途。广大青年有幸成为亲历者，成为追随者，同时我们也是共享发展成果的受益者。我们应该心怀感恩，心存畏惧，“做一个组织和群众信赖的人，做一个同事和朋友敬重的人，做一个亲属子女可以引以为荣的人，做一个回顾人生能够问心无愧的人”。我们要牢记党的宗旨，全面贯彻党的方针路线，高举中国特色社会主义伟大旗帜，弘扬“攻坚克难、求富图强”的四平精神，坚定不移的实施 “五区”战略的发展规划，为建设富裕和谐新铁东的伟大目标而不懈奋斗。

第三篇：细胞克隆培养论文

细胞克隆培养论文

摘要：随着生命科学时代的带来，基因研究已经取得了巨大的进展，克隆技术特别是人的克隆技术作为基因研究的重要组成部分，引起了社会各界的广泛关注。克隆包含动物、植物等方面，动物克隆在畜牧业生产、医药生产、疾病治疗、生物学基础理论研究、以及动物转基因工程等诸多领域蕴藏着巨大的应用潜力。通过科学研究者的努力，哺乳动物的克隆技术在农业和生物制药等方面取得了进步，展示了克隆技术的应用价值和发展前景。

关键词：动物克隆技术

1、克隆技术含义: “克隆”，即无性细胞繁殖系，又称为一个细胞株或细胞系，细胞株与细胞系没有本质的区别。也可以理解为复制，拷贝，就是从原型中产生出同样的复制品，它的外表及遗传基因与原型完全相同，但大多行为思想不同。无性繁殖的手段有很多种，包括孤雌生殖，胚胎切割和细胞核移植等等。而产生克隆动物的方法则称为动物克隆技术。

在《中国大百科全书·生物学者》中，对“克隆”的解释是：克隆又称无性繁殖细胞系和无性繁殖系，是一个细胞或个体以无性繁殖重复分裂或繁殖所产生的一群细胞或一群个体，在不发生突变的情况下，具有完全相同的遗传结构。克隆技术同整个生物界的进程一样，是由低级到高级，有简单的复杂不断发展和进步的。它由单个细胞获得2个以上细胞、生物体，发展到生物体内的生物大分子的自我复制，在DNA复制酶的作用下，复制生成俩个一模一样的DNA分子。

2、动物克隆的进程：

1938年，国外就有人提出提出成年动物的细胞核入卵子法克隆哺乳动物的设想。

1978年，我国著名科学家童第周成功地进行看了克隆黑斑蛙的实验，他将黑斑蛙的红细胞核移入到事先去除了核的黑斑蛙卵中，这种换核卵发育成了黑斑蛙的蝌蚪。

1996年，用成年哺乳动物体细胞克隆出的哺乳动物个体克隆羊多莉出世，开创了体细胞繁殖哺乳动物的成功先例。

2003年，克隆马出世，是世界上首例哺乳动物生下自己的克隆体。

2003年8月，中国科学家在世界上首次采用克隆技术培育出含人免DNA混合物胚胎。

2003年9月，沃斯宣布他已克隆出了含人，牛DNA的混合胚胎。

2008年1月7日，2头具有绿色荧光遗传特征的小猪在哈尔滨诞生。

3、动物克隆技术的应用：

动物克隆近几年取得的一些突破性进展，为动物发育过程中基因表达的调控及发育生物学，遗产学等相关学科的发展必将产生深远的影响。虽然目前这种方法尚不成熟，但它已显示出诱人的应用前景。

动物克隆技术将首先应用于医药领域。利用体细胞供体经核移植生产转基因动物，可望降低生产成本。到目前为止，产生转基因动物的方法仍主要是1985年Hammer等建立的原核显微注射法。但是，这种方法只能使大约5%的动物携带外源基因外源基因整合动物基因组是个随机的过程，这导致外源基因在许多转基因动物系中的表达量不够高，而且因整合进生殖细胞的几率低难以遗传给下一代。Schnieke等发现，利用体细胞克隆技术生产含人凝血因子IX的转基因羊比原核显微注射法要有效得多。其中，两者最显著的差异是体细胞克隆的中的受体母羊全都携带外源基因，而原核显微注射法会产生许多不带外源基因的羊羔。这是由于，原核微注射法中所用胚胎在体外培养的时间较短，在此期间被检测为阳性的转基因可能会在以后的发育过程中丢失。用作核移植供体的细胞在体外培养的时间则较长，有较多的检测机会。另外，显微注射法制备的转基因动物的性别只有等到动物出世后才能得知，而核移植可以通过鉴别核供体的核型而预先得知转基因动物的性别，可选择性的制备雌性的转基因动物，有利于在母乳中表达外源基因。

克隆技术除了可以生产各种医用人体蛋白外，对人类的细胞和组织治疗也大有好处。利用克隆技术，可以用患者本人细胞培养出新组织，用来治疗糖尿病、帕金森氏病、神经损伤等多种疾病。用这种方法培养出的组织具有与患者正常组织完全相同的基因构成，因此不会产生免疫排斥反应。但是这些都涉及到克隆人这个敏感话题，目前克隆人在许多国家是法律禁止的。随着人类胚胎干细胞培养技术的完善。目前已有两家美国公司开始研究利用克隆技术培育人胚胎，希望大批量生产治疗疾病的干细胞。事实上，几年前人们就曾把人胎儿神经组织用来治疗帕金森氏症。考虑到伦理上的原因，人们也可以用克隆动物的胚胎干细胞作异源移植，以解决人类移植器官供求矛盾。

动物克隆技术还有助于加速动物育种的进程。利用优良动物品种的体细胞作核供体克隆动物，可以避免自然条件下选种所受到的动物生育周期和生育效率的限制，从而大大缩短了育种年限，提高育种效率。动物克隆技术用于拯救濒危动物也受到广泛的关注。中国科学院动物研究所陈大元研究员提出用动物克隆技术拯救大熊猫的计划，在国内外均引起一定的反响。

4、动物克隆技术的不足及未来发展方向

动物克隆技术然取得了一定的进展，在生物医药领域也得到了初步的应用。但是，该技术目前还很不完善。存活率低是当今核移植技术的最大缺陷。它突出表现为：孕期流产率高，围产期死亡率高，新生儿体重较重及产生后对环境的适应性较差。以成体细胞核作核供体问题更为严重。最近，Shiels等报道克隆羊的端粒较同年羊短。Renard等报道，体细胞核移植可能影响克隆动物免疫系统的正常发育。他们用胚胎细胞克隆牛的耳细胞通过核移植克隆出一头牛。牛犊看起来很健康，但出生一个半月后，它体内的淋巴细胞和红血球急剧减少，不久就死于贫血。尸体解剖发现，该牛犊脾脏、胸腺和淋巴结等淋巴组织都没有得到正常发育。

导致动物克隆存活率低和异常发育的原因很多，缺乏基础理论支持是其中之一。动物克隆技术的不断完善，还需要分子遗传学、细胞学、发育生物学等相关基础学科的进一步研究和发展。迄今为止，人们虽然在动物克隆过程中已经积累不少数据，但一些很基本的问题任亟需解决。

动物克隆技术条件的优化还没有解决。如核供体和卵细胞的选材、核质比的选择、重组胚胎的激活方式、是否需要做连续核移植等。

综上所述，动物克隆研究已在理论基础、技术优化及实际应用等方面取得很大的进步。但该技术目前还很不完善，相关理论研究还很薄弱，人们要提高动物克隆的成功率还需不懈的努力。另外克隆动物与正常胚胎的发育有何异同，也值得深入研究。这些问题的解决将有助于人们对动物胚胎发育过程中分子机制的认识。

5、结束语

要紧跟世界科技发展的潮流，充分利用克隆技术为人类带来巨大的利益，又要严格控制可能造成混乱的克隆人出现。

参考文献：

《生命伦理学》、《生命的化学》 学院：呼和浩特职业学院

专业：生物技术及应用 年级：12级

姓名：郝媛 学号：12305060023

第四篇：细胞转染成功与否的八大要素

细胞转染成功与否的八大要素

摘要 : 转染是否成功的影响因素很多，如需要转染的细胞类型(对于困难的细胞系尤其如此)，需要被转染的分子(DNA、RNA、寡核苷酸、蛋白质)，转染试剂等。但无论在何种情况下，转染的成功均取决于

知己知彼，方能百战不殆。做细胞转染也一样道理。细胞转染实验的影响因素很多，如需要转染的细胞类型(对于困难的细胞系尤其如此)，需要被转染的分子(DNA、RNA、寡核苷酸、蛋白质)，转染试剂等。但无论在何种情况下，以下八个要素都不容忽视。

要素一：细胞

分裂细胞相比较非分裂细胞——分裂细胞往往要比静止细胞更易于摄取并表达外源DNA。因此对大多数转染操作而言，细胞都在转染当天或前一天种板。同样重要的是细胞在种板进行转染时不应处于过度生长的状态;此外，还常用促有丝分裂刺激物(如，病毒转化，生长因子，条件培养基，以及滋养细胞)来活化原代培养细胞。

贴壁细胞相比较悬浮细胞——在转染效率方面贴壁细胞和悬浮细胞之间的差异显著。相对于贴壁细胞(如HEK，CHO)，悬浮细胞(如HL 60，Jurkat)非常难以转染，可能是因为细胞间膜结构的差异，但目前还没有分子水平上合理机制的解释。

分板方案——在对培养细胞进行分板传代培养之前，必须把贴壁细胞用胰蛋白酶消化使之脱离培养基质。这个常规操作可导致正常细胞功能受到严重损害。因此分批方案的不同(如，胰蛋白酶消化时间的长短，胰蛋白酶的灭活等)需要优化。

传代次数——传代次数是指对一个细胞系进行分批传代的频度(通常在一个实验室范围内)。某些细胞系相比较其他细胞系而言较不稳定，可能会随着培养时间的延长而改变，视不同的细胞系和培养条件而定。因此名称相同的同一细胞系在生理学和形态学(以及转染能力)性质也可能会有很大的差异。一般而言，细胞在冻存复苏后的一两代之内或直到它们完全复苏之前都很难转染。

细胞数量(融合率)——只要培养基质(组织培养皿)尚有空间，细胞就会按指数规律分裂。对于正常细胞而言，细胞生长的速度受细胞密度大小的抑制(接触抑制)，但癌细胞则不受此限制而会继续生长并可互相叠加。营养物质的耗竭以及代谢废物的积聚会影响所有的细胞生长。细胞会因受到营养物质匮乏的压力而不适于转染。报告基因的表达率与转染开始时的细胞数量和细胞健康以及细胞溶解之前的生长情况相关。

培养物污染——培养物可被细菌、酵母、真菌、病毒、支原体、甚至其他细胞种类所污染。各种污染都会导致产生错误的结果。支原体污染——支原体污染在所有培养细胞中的比例为5-35%，它可改变细胞生长特性，酶的作用途径，细胞膜的组成，染色体结构，以及转染效率。特别是，支原体对采用脂质、DEAE-右旋糖酐、磷酸钙或腺病毒介导的转染技术有所干扰，其结果致使非典型转染或转染效率偏低。这些影响会导致实验结果的不可靠以及时间和珍贵细胞系的损失。和细菌及真菌不同，支原体污染无法通过视觉检查发现。它们非常小甚至能够通过大多数的无菌滤膜;它们还对常用抗生素有抗药性。所以必需进行支原体污染的常规筛查。

要素二：载体DNA

一般原则：对纯化所得的载体进行质量鉴定。确定维持其正常功能的基因序列是否适合于您的细胞体系。在测定细胞体系的参数时，一定要选用一种已知具有功能的载体做对照。

载体的完整性——载体是否具有功能取决于它结构的完整性。转染效率受到质粒制备物的超螺旋结构和舒展结构之间比例、双螺旋断裂、核酸酶的降解，以及来自于储存和处理过程中的物理压力的影响。

载体制备物——各种载体是按照不同的方案在细菌体系中制备并纯化。制备产物中残余的污染物(如CsCl，内毒素)可能会影响转染效率。

载体构造(启动子/增强子/ORI)—转染体系通常用带有强病毒调节元件(如，RSV，CMV，和SV40)的对照载体进行优化和比较。然而，病毒启动子/增强子体系的相对有效性在不同细胞系间的差异可大到两个数量级。例如，在某些细胞系中，由于自发的质粒扩增，SV40体系可高效表达large T抗原(如，COS);而在其他许多细胞系中，则是CMV启动子更为有效。

除此之外，各种CMV载体的表达率也会有超过一个数量级的差异，这部分是由于载体中其他调节元件所引起的。要素三：组织培养试剂

一般原则：优化您的细胞生长条件。只使用新鲜配制的培养基和添加剂，并尽可能减少所用试剂的变更。基础培养基——培养基的成分包括营养物质(氨基酸，葡萄糖)，维生素，无机盐，和缓冲物质。有些成分非常不稳定，因此如果在使用时不是新鲜，加入就可能会产生问题。配置时要使培养基务必避光保存;因为已知有一些组分和缓冲物质，如HEPES，当暴露于光照下就会分解产生细胞毒性物质。

胎牛血清——血清是一种含有白蛋白、球蛋白、生长促进因子和生长抑制因子的极为复杂的混和物。采集血清所用动物的年龄、营养水平和健康状况可影响到血清中这些成分的数量和质量，从而引起显著生物学变化。

添加剂——某些细胞的生长依赖于一些对生命力或细胞分裂必不可少的物质(如，生长因子，微量元素，必需代谢物和蛋白等)。CO2培养箱——细胞生长所需环境为37℃、相对湿度为95%的CO2培养箱。用CO2是为了控制pH值，细胞生理对pH的变化非常敏感，因此多数细胞培养基都含有碳酸氢盐缓冲体系。有些培养基需要CO2 浓度为5%来有效控制pH值，而另一些则需要10%的CO2。需要向您的培养基供应者核对一下适当的CO2浓度。如果培养箱内培养条件与所需条件不一致(温度、湿度和CO2)则会导致实验结果的板间变异。来自于培养箱内的污染物、化学物质，或真菌/细胞的污染也都可能影响到细胞生理。

要素四：使用瞬时转染来生产蛋白瞬时转染表达蛋白

以往为了获得蛋白质的高表达产量，必须先转染细胞，然后挑选一个稳定的转染细胞系进行蛋白的扩增和富集。而挑选这样一个细胞系往往需要花费数周甚至数月的时间，这既可能是由于试剂的细胞毒性也可能是由于转染的低效率。如果是因为转染试剂具有细胞毒性，那么只有少数细胞能够存活，从而导致蛋白质的产量很低。而如果是因为转染成功的细胞太少，那么那些未转染的细胞生长速度大大超过转染成功的细胞，其结果同样也只能产生少量的目标蛋白。使用一种温和的可以转染大多数细胞的转染试剂，就可获得蛋白质的高表达。

现将一些影响蛋白高效表达的关键因素分列如下： 细胞系(有些类型的细胞比其他细胞产量高)质粒骨架(例如：增强子，启动子，转录调控元件)目的蛋白(有些蛋白很难获得高表达量)目的蛋白的cDNA序列(例如：密码子的优化)培养条件(营养物，代谢废物，转染抑制物)当这些因素都得到优化，并加入合适配比和数量的转染复合物(转染试剂-质粒)后，就可获得至少达到平均表达水平的稳定表达克隆。

要素五：瞬时转染和稳定转染

制备一种稳定细胞系的第一步是选择一种同时含有选择性标记物和目的基因的载体。选择性标记物通常是可以产生一种蛋白质或者酶来帮助细胞在某些毒性物质存在下存活的基因。

一旦选好了质粒载体，无论瞬时或者稳定表达都采用一样的转染方法。在加入选择性试剂之前，被转染的细胞至少要在标准培养基中培养过夜。这样就使细胞有时间表达足量的蛋白使之能够耐受选择性试剂的作用。细胞于是在加有选择性试剂的培养基中生长。那些未成功转染质粒的细胞即被杀死。而只有那些成功转染的细胞能够生长。有的时候，还可以将选择性试剂持续加入到培养基中，以维持对细胞的选择压力。

要素六：转染方案

一般原则：建立一套适当的转染方案;首先从一种标准方案开始，然后通过改变试剂/DNA的配比和复合物的剂量进行优化。转染复合物的制备——诸如转染试剂/DNA配比，离子强度，缓冲液pH值，以及温度等变量都会影响到转染复合物的组成和功能。质粒可用无菌水或TE缓冲液稀释。如果您要使用一种市售的转染试剂，就应当仔细阅读该试剂所提供的使用说明。在不含血清或其他蛋白的培养基中制备转染复合物;如果制备复合物所使用的培养基含有血清，它就会对转染产生抑制。制备转染复合物的最佳孵育时间是一个非常关键的环节，对于不同的转染试剂而言可能差别很大。

转染试剂/DNA配比(负载比)——所有的转染试剂都会在某一个试剂/DNA配比时最为有效。有时候这种最佳配比的所在范围非常狭窄;而且对于每种实验体系都必须进行优化才能得到最佳配比。形成转染复合物所用的稀释剂——对于多数试剂而言，很关键的一点是要使转染复合物能在普通基础培养基或盐溶液中形成。转染复合物的加入——有两种替换方法可用来将转染复合物加入转染细胞：1.将复合物浓缩液逐滴加入培养基，或者2.将转染复合物先用培养基稀释，然后进行培养基更换操作。第一种方法更简便，而第二种方法则更因为避免了试剂在局部浓聚而产生毒性，所以会使结果的一致性更好。

要素七：时间进度

一般原则提示：要确保最终结果的成功;建立一个合适的时间进度进行转染实验以保证您所需要的目的蛋白能得到最佳表达。转染的开始——在转染前12小时，将细胞分种于培养板中。在细胞达到50-80%的融合率时开始转染，这样就可以使它们在实验结束时达到接近100%的融合。细胞对转染复合物的摄取通常在0.5-6小时的时间内完成。在这段时间后，就不会再发现转染效率有所增长。

培养基更换——某些转染试剂在摄取阶段之后需要更换培养基。如果转染必须在没有胎牛血清存在的条件下进行，那么这一步骤就必不可少。而对于可在血清存在的情况下使用的无毒性转染试剂时，如果有足够的培养基用于后续表达阶段，就可以省略这一步。如果将转染复合物留在培养基中直到进行检测，那么对有些细胞系而言转染效率会有所提高，而另外一些细胞在转染开始几个小时之后其转染效率就不会再有升高。虽然在转染步骤之后转染试剂/DNA复合物通常不一定要从培养体系中清除，但在此后的长期生长阶段换用新鲜的培养基却是必须的。如果转染细胞需要生长3-7天，换培养基就尤其重要，这样一来就使它们有时间达到最高的蛋白表达量。

时间测定——转染开始后的24-48小时内，报告基因产物的浓度逐渐增加;而这种增加取决于增强子的强度、表达外源蛋白中所涉及的细胞反应，存活细胞的健康状态，以及营养因素等。在转染后等待3-7天收集蛋白进行纯化较为常见了。

最后就是平时可能会忽略的转染试剂本身的脱靶效应off-target effect，转染试剂本身对基因表达水平(高表达或低表达)的影响，有时候可能会造成假阳性的结果。

我自己的体会是，一般的细胞，用脂质体2000和fugeneHD转染效率相差不大，虽然最近有文献说脂质体2000脱靶效应很高，但国内在乎的人貌似不多;但是干细胞，原代细胞和肿瘤细胞等一些比较难转的细胞系，Fugene HD比较温和，细胞毒性很低，转染效率明显要好;悬浮细胞，各有千秋，不敢说一定可以，重在尝试，要是都不行，就电转吧。

要素八：交叉污染

如果同一个实验室同时培养不同种类的细胞，那就有可能发生交叉污染，即使遵循最严格的分离操作规程这种情况也有可能发生。如有许多细胞系被HeLa细胞所污染。和其他细胞系之间的交叉污染不总是能通过镜检发现。如果有少量某种生长快速的细胞掺入到培养细胞种，几个月过后它们就会完全取代目标培养物。

作者：keeii 点击：1087次

第五篇：动物细胞转染基础知识

转染

转染(transfection)指真核细胞由于外源DNA掺入而获得新的遗传标志的过程。转染方法的分类

对外源基因转染方法的要求包括：转移效率高，不影响细胞正常生理活动，低毒性，容易使用，重复性好，易获得稳定转化子.根据转染的机制不同可划分为化学转染法和物理转染法两大类.一、化学转染法

1.DEAE-葡聚糖法

DEAE葡聚是最早应用哺乳动物细胞转染试剂之一，DEAE-葡聚糖是阳离子多聚物，它与带负电的核酸结合后接近细胞膜而被摄取，用DEAE-葡聚糖转染成功地用用于瞬时表达的研究，但用于稳定转染却不是十分可靠。

2.磷酸钙法

磷酸钙法是磷酸钙共沉淀转染法，因为试剂易取得，价格便宜而被广泛用于瞬时转染和稳定转染的研究，先将DNA和氯化钙混合，然后加入到PBS中慢慢形成DNA磷酸钙沉淀，最后把含有沉淀的混悬液加到培养的细胞上，通过细胞胞膜的内吞作用摄入DNA。磷酸钙似乎还通过抑制血清中和细胞内的核酸酶活性而保护外源DNA 免受降解.3.人工脂质体法

人工脂质体法采用阳离子脂质体，具有较高的转染效率，不但可以转染其他化学方法不易转染的细胞系，而且还能转染从寡核苷酸到人工酵母染色体不同长度的DNA，以及RNA和蛋白质。此外，脂质体体外转染同时适用于瞬时表达和稳定表达，与以往不同的是脂质体还可以介导DNA和RNA 转入动物和人的体内用于基因治疗。人工合成的阳离子脂质体和带负电荷的核酸结合后形成复合物，当复合物接近细胞膜时被内吞成为内体进入细胞质，随后DNA 复合物被释放进入细胞核内，至于DNA 是如何穿过核膜的，其机理目前还不十分清楚。

二、物理方法

1.显微注射显微注射虽然费力，但是非常有效的将核酸导入细胞或细胞核的方法。

2.电穿孔

这种方法常用来制备转基因动物，但却不适用于需要大量转染细胞的研究。电穿孔法常用来转染如植物园生智体这样的常规方法不容易转染的细胞。电穿孔靠脉冲电流在细胞膜上打孔而将核酸导入细胞内。导入的效率与脉冲的强度和持续时间有关系。

3.基因枪法

基因枪依靠携带了核酸的高速粒子而将核酸导入细胞内，这种方法适用于培养的细胞核在体内的细胞。

如何提高转染实验成功率

【组织培养试剂】

一般提示：优化您的细胞生长条件。只使用新鲜配制的培养基和添加剂，并经可能减少所用试剂的变更。

基础培养基—目前所使用的各种市售培养基（如，RPMI 1640和DMEM）。培养基的成分包括营养物质（氨基酸，葡萄糖），维生素，无机盐和缓冲物质。有些成分非常不稳定，因此如果不在使用时新鲜加入就可能会产生问题。务必要使培养基避光保存。因为已知有一些组分和缓冲物质，如HEPES，当暴露于光照下就会分解产生细胞毒性物质。

酚红试剂可保护细胞免受一些HEPES降解所产生的毒性效应，但在使用未加酚红试剂的培养基的应用场合下，如荧光素酶的测定，细胞毒性则仍然是一个问题。

胎牛血清—血清是一种含有白蛋白、球蛋白、生长促进因子和生长抑制因子的极为复杂的混和物。采集血清所用动物的年龄、营养水平、和健康状况可影响到血清中这些成分的数量和质量。因此血清易受显著生物学变异的影响。添加剂—某些细胞的生长依赖于一些对生命力或细胞分裂必不可少的物质（如，生长因子，微量元素，必需代谢物和蛋白等）。

CO2培养箱—细胞生长所需环境为37℃、相对湿度为95％的CO2培养箱。用CO2是为了控制pH值。细胞生理对pH的变化非常敏感，因此多数细胞培养基都含有碳酸氢盐缓冲体系。有些培养基需要CO2浓度为5％来有效控制pH值，而另一些则需要10％的CO2。需要向您的培养基供应者核对一下适当的CO2浓度。如果培养箱内培养条件与所需条件不一致（温度、湿度和CO2）则会导致实验结果的板间变异性。来自于培养箱内的污染物、化学物质，或真菌／细胞的污染也都可能影响到细胞生理。【细胞】

一般提示：密切观察您的细胞；确保它们状态良好。在开始转染细胞之前，先制定一个适当的种板方案，使细胞密度从转染开始到结束都保持最佳状态。

增加成功几率—细胞是转染过程中的一个关键元素，它可以是影响结果的一致性和质量的最重要的变量。

分裂细胞相比较非分裂细胞—分裂细胞往往要比静止细胞更易于摄取并表达外源DNA。因此对大多数转染操作而言，细胞都在转染当天或前一天种板。同样重要的是细胞在种板进行转染时不应处于生长过度的状态。由于FuGENE® 6和HD转染试剂对于细胞作用温和，可同时进行贴壁细胞的种板和转染。此外，还常用促有丝分裂刺激物（如，病毒转化，生长因子，条件培养基，以及滋养细胞）来活化原代培养细胞。

贴壁细胞相比较悬浮细胞—在转染效率方面贴壁细胞和悬浮细胞之间的差异显著。天生趋于悬浮的细胞（如HL 60，Jurkat）非常难以转染；相反，天生为贴壁的细胞（如HEK，CHO）则可适应悬浮生长的条件。那些天然悬浮的和那些适应悬浮的细胞的浆膜是不一样的。据推测转染过程中的一个限制步骤就是通过内吞作用摄取转染分子（DNA或RNA与转染试剂的复合物）；然而，目前对此尚未有分子水平上的合理机制的解释。细胞间膜结构的差异可能是某些细胞类型天生难以转染的部分原因。所以，寻找更有效转染试剂的工作目前还主要是经验性的，尤其对于那些天生为悬浮的细胞而言更是如此。这常常是在不含血清而含有抑制转染的特殊添加剂的培养基中发生。经小心处理后，这些细胞可适应于在没有添加剂的环境中悬浮生长。如果这些适应于悬浮生长的贴壁细胞在没有这些添加剂的环境中生长，那么它们就可以被转染。

分批方案—在对培养细胞进行分批传代培养之前，必须把贴壁细胞用胰蛋白酶消化使之脱离培养基质。这个常规操作可导致正常细胞功能受到严重损害。因此分批方案的不同（如，胰蛋白酶消化时间的延长，胰蛋白酶的失活，以及消化后直到转染开始的时间）都可能对转染实验有所影响。如果在转染时细胞过于密集，那么种到培养板上的就会是细胞团块而非单个细胞。对于某些细胞／试剂组合而言，浆膜状态被改变后有可能会影响到所用试剂和DNA的最佳配用量和配比。

传代次数—传代次数是指对一个细胞系进行分批传代的频度（通常在一个实验室范围内）。在某些情况下，自建立细胞系起的确切传代次数无法得知。某些细胞系相比较其他细胞系而言较不稳定，可能会随着培养时间的延长而改变，视不同的细胞系和培养条件而定。培养条件的不同可引起克隆选择。因此名称相同的同一细胞系有关其生理学和形态学（以及转染能力）性质可能会有很大的差异。一般而言，细胞在冻存复苏后的一两代之内或直到它们完全复苏之前都很难转染。在不同细胞系之间转染效率的变化很大。某些细胞系在传代很大次后仍能保持稳定的转染效率，而其他一些则传代很少次数就表现出转染效率的差异。

细胞数量（汇聚度）—只要培养基质（组织培养皿）尚有空间，细胞就会按指数规律分裂。对于正常细胞而言，细胞生长的速度受细胞密度大小的抑制（接触抑制），但癌细胞则不受此限制而会继续生长并可互相叠加。营养物质的耗竭以及代谢废物的积聚会影响所有的细胞生长。细胞会因受到营养物质匮乏的压力而不适于转染。报告基因的表达率与转染开始时的细胞数量和细胞健康以及它们随后直到细胞溶解之前的生长情况相关。

培养物污染—培养物可被细菌、酵母、真菌、病毒、支原体、甚至其他细胞种类所污染。各种污染都会导致产生错误的结果。

支原体污染—支原体污染在所有培养细胞中的比例为5-35％，它可改变细胞生长特性，酶的作用途径，细胞膜的组成，染色体结构，以及转染效率。特别是，支原体对采用脂质、DEAE-右旋糖酐、磷酸钙或腺病毒介导的转染技术有所干扰，其结果致使转染效率偏低或非典型。这些效应会导致实验结果的不可靠以及时间和珍贵细胞系的损失。和细菌及真菌不同，支原体污染无法通过视觉检查发现。它们非常小甚至能够通过大多数的无菌滤膜；它们还对常用抗生素有抗药性。所以必需进行支原体污染的常规筛查。

交叉污染—如果同一个实验室同时培养不同种类的细胞，那就有可能发生交叉污染，即使遵循最严格的分离操作规程这种情况也有可能发生。和其他细胞系之间的交叉污染不总是能通过镜检发现。如果有少量某种生长快速的细胞掺入到培养细胞种，几个月过后它们就会完全取代目标培养物。这种变化是逐渐发生的；而您可能甚至还未发现。建立细胞系鉴定的检测标准。例如，对于人类细胞系而言，STR（短串联重复序列）图谱就是一种可靠的鉴定方法。或者更简单的解决方案就是，当怀疑有交叉污染时，如果有可能，就换用新鲜的，传代次数少的细胞源。【载体DNA】

一般提示：对您纯化所得的载体进行质量检查。确定支持其正常功能的基因序列是否适合于您的细胞体系。在对您细胞体系的参数进行测定时，一定要选用一种您已知具有功能的对照载体。

载体的完整性—种载体是否具有功能取决于它结构的完整性。转染效率受到质粒制备物的超螺旋结构和舒展结构之间比例、双螺旋中断、核酸酶的降解，以及来自于储存和处理过程中的物理压力的影响。

载体制备物－各种载体是按照不同的方案在细菌体系中制备并纯化。制备产物中残余的污染物（如CsCl，内毒素）可能会影响转染效率。

载体构造（启动子／增强子／ORI）—转染体系通常用带有强病毒调节元件（如，RSV，CMV，和 SV40）的对照载体进行优化和比较。然而，病毒启动子／增强子体系的相对有效性在不同细胞系间的差异可大到两个数量级。例如，在某些细胞系中，由于自发的质粒扩增，SV40体系可高效表达 large T抗原（如，COS）；而在其他许多细胞系中，则是CMV启动子更为有效。除此之外，各种CMV载体的表达率也会有超过一个数量级的差异，这部分是由于载体中其他调节元件所引起的。【转染方案】

一般提示：建立一套适当的转染方案；首先从一种标准方案开始，然后通过改变试剂／DNA的配比和形成复合物的数量进行优化。

转染复合物的制备—诸如转染试剂／DNA配比，离子强度，缓冲液pH值，以及温度等变量都会影响到转染复合物的组成和功能。质粒既可在无菌水又可在TE缓冲液中稀释。如果您要使用一种市售的转染试剂，就应当仔细阅读该试剂所提供的使用说明。需要对试剂提供方给予一定的信赖；除非您有很好的理由支持您做出改变，否则就应当严格按照他们所推荐的转染方案。在不含血清或其他蛋白的培养基中制备转染复合物；如果制备复合物所使用的培养基含有血清，它就会对转染产生抑制。制备转染复合物的最佳孵育时间是一个非常关键的环节，对于不同的转染试剂而言可能差别很大。

转染试剂／DNA配比（负载比）—所有的转染试剂都会在某一个试剂／DNA配比时最为有效。有时候这种最佳配比的所在范围非常狭窄；而且对于每种实验体系都必须进行优化才能得到最佳配比。为了寻找这种最佳配比往往会花费大量的时间和金钱。除了配比的重要性之外，所加入转染复合物量的多少也非常关键。

形成转染复合物所用的稀释剂—对于多数试剂而言，很关键的一点是要使转染复合物能在普通基础培养基和盐溶液中形成。

复合物数量—对转染细胞所用的转染试剂／DNA复合物的量也应当进行优化。如果用量太少，那么转染DNA的表达就太弱；如果用量太多，则可能由于细胞毒性或其他作用反而降低蛋白的表达。最佳用量通常都必须进行实验来确定。所需要的转染复合物用量与所用细胞的数量相关。转染细胞越少，所需复合物就越少。

转染复合物的加入—有两种替换方法可用来浆转染复合物加入转染细胞：1.将复合物浓缩液逐滴加入培养基，或者2.将转染复合物先用培养基稀释，然后进行培养基更换操作。第一种方法更简便，而第二种方法则更因为避免了试剂在局部浓聚而产生毒性，所以会使结果的一致性更好。

转染培养基—转染过程中所使用的培养基对转染效率可能会有正面或负面的影响。甚至对于基础培养基配方而言也是如此，尤其是在培养基中加入牛血清的情况下。胎牛血清的存在会使多种转染试剂的转染效率降低。某些公司还提供可与转染试剂配合使用的优化无血清转染培养基。而由罗氏应用科学部所提供的转染试剂则无论是否存在血清都能有效转染。FuGENE® H D是独一无二的能够转染保存在100％血清中肿瘤细胞的转染试剂。如果有抗生素（如，青霉素、链霉素、或两性霉素B）存在的情况下培养细胞，则转染有效性会降低至25％。因此，对于瞬时转染，我们建议使用不加抗生素的培养基。【时间进度】

一般提示：要确保最终结果的成功；建立一个合适的时间进度进行转染实验以保证您所需要的目标蛋白能得到最佳表达。

转染的开始—在转染前12小时，将细胞分种于培养板中。在转染开始时，培养物应当有约50-80％汇聚，这样就可以使它们在实验结束时达到接近100％的汇聚。如果在转染中去掉血清，细胞可能会暂时停止生长。细胞对转染复合物的摄取通常在0.5-6小时的时间内完成。在这段时间后，就不会再发现转染效率有所增长。

培养基更换—某些转染试剂在摄取阶段之后需要更换培养基。如果转染必须在没有胎牛血清存在的条件下进行，那么这一步骤就必不可少。至于可在血清存在的情况下使用的无毒性转染试剂（如，FuGENE® 6 转染试剂或FuGENE® HD 转染试剂）时，如果有足够的培养基用于后续表达阶段，就可以省略这一步。如果将转染复合物留在细胞中直到进行检测，那么对有些细胞系而言转染效率会有所提高，而另外一些细胞在转染开始几个小时之后其转染效率就不会再有升高。虽然在转染步骤之后转染试剂／DNA复合物通常不一定要从培养体系中清除，但在此后的长期生长阶段换用新鲜的培养基却是必须的。如果转染细胞需要生长3-7天，换培养基就尤其重要，这样一来就使它们有时间达到最高的蛋白表达量。

时间测定—通常在转染开始后的24-48小时间分析报告基因的表达。在这一时间段内，报告基因产物的浓度逐渐增加；而这种增加取决于增强子的强度、在表达外源蛋白中所涉及的细胞反应，存活细胞的健康状态，以及营养因素等。如果您要收集蛋白进行纯化，在转染后等待3-7天就更为常见了。在收集蛋白时，培养基中加入COMPLETE完全蛋白酶抑制剂（如，目录编号，11697498001；11836145001，可从罗氏应用科学部获得）用来防止蛋白降解是一个很好的措施。

【有血清时的转染】

血清一度曾被认为会降低转染效率，但只要在DNA-阳离子脂质体复合物形成时不含血清，在转染过程中是可以使用血清的。转染过程在两步中需要使用培养基做为稀释液：在DNA-阳离子脂质体复合物准备过程以及复合物同细胞接触过程。在开始准备DNA和阳离子脂质体试剂稀释液时要使用无血清的培养基，因为血清会影响复合物的形成。但在复合物形成后，在加入细胞中前可以加入血清。阳离子脂质体和DNA的最佳量在使用血清时会有所不同，因此如果你想在转染培养基中加入血清需要对条件进行优化。大部分细胞可以在无血清培养基中几个小时内保持健康。对于对血清缺乏比较敏感的细胞，可以使用OPTI-MEMⅠ培养基，一种营养丰富的无血清培养基，或者在转染培养基中使用血清。对于对血清缺乏比较敏感的贴壁细胞，建议使用LIPOFECTAMINE 2000。

【培养基中的抗生素】

抗生素，比如青霉素和链霉素，是影响转染的培养基添加物。这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。这降低了细胞的活性，导致转染效率低。所以，在转染培养基中不能使用抗生素，甚至在准备转染前进行细胞铺板时也要避免使用抗生素。这样，在转染前也不必润洗细胞。对于稳定转染，不要在选择性培养基中使用青霉素和链霉素，因为这些抗生素是GENETICIN选择性抗生素的竞争性抑制剂。另外，为了保证无血清培养基中细胞的健康生长，使用比含血清培养基更少的抗生素量。【细胞维护和培养的演变】

可以通过常规的次培养步骤保持转染铺板前的细胞健康。每周传代一到两次，稀释程度使得下次传代前细胞几乎融合。不要使细胞保持融合超过24小时。

大多数已建立的细胞系都是非整倍体，原代培养包括了表达不同基因组合的细胞的混合物。细胞培养在实验室中保存数月和数年后会经历突变，总染色体重组或基因调控变化等而演化。这会导致和转染相关的细胞行为的变化。如果随时间发现这种变化，融化一管新鲜的细胞可能会恢复原先的转染活性。比如，新鲜融化的NIH 3T3细胞比传代8次的细胞表现出更高的转染效率。融化细胞的进一步传代并没有降低转染效率。因此，如果观察到转染效率降低，可以试着转染新鲜培养的细胞以恢复最佳结果。或者，几种来源于经筛选，转染效率较高细胞亚系的细胞系现在有售。

【细胞铺板密度】

用于转染的最佳细胞密度根据不同的细胞类型或应用而异。一般转染时，贴壁细胞密度为70%-90%，悬浮细胞密度为2×106-4×106细胞/ml时效果较好。确保转染时细胞没有长满或处于静止期。因为转染效率对细胞密度很敏感，所以在不同实验间保持一个基本的传代步骤很重要。铺板细胞数目的增加可以增加转染活性和细胞产量。在三种不同密度进行细胞铺板的比较表明铺板密度最高的，CAT活性也最高。得到最高活性所需的LIPOFECTAMINE试剂的量也相应增加了。这些结果说明，对于转染相同量的DNA所需的最佳阳离子脂质体试剂的量会因细胞密度而异。

【启动子的选择】

获得高转染活性所需选择的启动子依赖于选用的细胞系和要表达的蛋白。CMV启动子在大多数细胞类型中可以获得高表达活性。同其他启动子，如SV40和RSV（劳斯肉瘤病毒）相比，在BHK-21中其活性最高。这三种病毒启动子在T细胞来源的细胞系，如Jurkat中组成表达水平较低。转染后在培养基中加入PHA-L和PMA可以激活Jurkat细胞中CMV启动子，而单PMA就足以激活KG1和K562（人骨髓瘤白细胞）中的CMV启动子。SV40启动子的表达在含有大T抗原（存在于COS-1和COS-7）时会提高，因为大T抗原可以刺激染色体外的合成。

【DNA量】

高质量的DNA对于进行高效的转染至关重要。以前研究者使用CsCl梯度离心得到的DNA进行转染，但是这种方法费时费力。其他的质粒纯化技术如Marligen的High Purity Plasmid Purification System使用独特的阴离子交换树脂纯化DNA，可以得到用于转染的高质量DNA。另外，Marligen的纯化系统实验步骤很简单，可以在2小时内完成。

【瞬时和稳定表达】

DNA转染后，转入基因的表达可以在1－4天内检测到。仅有一部分转入细胞的DNA被转运到细胞核内进行转录并最终输出mRNA到细胞质进行蛋白合成。几天内，大部分外源DNA会被核酸酶降解或随细胞分裂而稀释；一周后就检测不到其存在了。瞬时表达分析检测未重组质粒DNA上基因的表达。因此，表达水平与位置无关，不会受到周围染色体元件的影响。瞬时表达分析所需的人力和时间比稳定表达少，但因为DNA摄入效率和表达水平在不同实验中差异较大，实验必须很小心。为了进行稳定表达，转入的基因必须能和细胞同步复制。在转染的质粒自发整合到宿主基因组上时就会如此。在一小部分转染的细胞中，加入的DNA通过重组整合到基因组上。包含整合DNA的细胞很少，必须通过对药物的抗性筛选进行扩增或通过表型变化进行鉴定。稳定基因表达实验需要数周，如果需要验证蛋白产量，所需的时间更长。但得到的细胞系可以做为蛋白生产的稳定来源或用于得到转基因动物。

【瞬时转染和转染效率的监测】

基因的瞬时表达在24-72小时内就结束了。这种快速的瞬时表达非常适用于验证质粒表达和监测转染步骤的效率。可以使用报告基因来确定优化条件，其表达蛋白易检测，在目的细胞中不含此蛋白或水平很低。常用的报告基因包括氯霉素乙酰转移酶（CAT），绿色荧光蛋白（GFP），荧光素酶（Lux或Luc）以及b-半乳糖苷酶（b-gal）。可以使用简单的非同位素方法检测b-gal的表达以测定转染效率和活性。pCMV-SPORT-bgal质粒包含CMV启动子调控下的LacZ基因，转染入真核细胞内后可以直接表达bgal。结合简单的检测步骤，可以做为监测转染条件的一种方便灵敏的方法。

【稳定转染细胞系的筛选】

连同带有药物抗性的筛选标记基因一起转染目的基因是建立稳定转染细胞系最常用的方法。氨基糖苷磷酸转移酶基因（APH或neor）可以合成APH酶，通过磷酸化使药物失活，从而提供对GENETCIN选择性抗生素（G418 Sulfate）的抗性。抗生素抗性基因可以与目的基因在同一个质粒上，也可以在不同的质粒上。如果两个不同的质粒同时转染，两个质粒都可能整合形成稳定转化子。对于两种不同质粒的共转染，带有目的基因的质粒和带有筛选标记的质粒间的比例为3:1或更高以保证抗性克隆带有转染的目的基因。阳离子脂质体试剂提供了一种建立稳定转染株的高效方法。瞬时转染效率的改进一般也会提高稳定转染效率。比如，使用LIPOFECTAMINE PLUS试剂得到的NIH 3T3细胞GENETICIN抗生素抗性克隆的数目比单独使用LIPOFECTAMINE增加了大约3倍。要进行稳定的表达分析，在转染后次培养细胞，低密度铺板，给予生长空间，在几天或数周内保持筛选压力。生长的细胞比不分裂的细胞更快的受到GENETICIN抗生素的影响。转染后，在开始筛选前等待48-72小时，使细胞表达足够量的抗性酶，保证在开始筛选时可以自我保护。转染后48-72小时倒掉培养基，加入含有GENETICIN抗生素的培养基，抗生素的浓度根据剂量反应曲线确定，足够杀死未转染细胞。因为许多因子影响到筛选所需的GENETICIN抗生素的最佳浓度，包括细胞类型，培养基和血清浓度等，所以有必要对每种细胞作一个剂量反应曲线，确定最佳浓度（参见第7章实验步骤）。筛选最多可能需要一周时间，因为在致死剂量的GENETICIN抗生素存在条件下，细胞会分裂1-2次。在次培养细胞时使用较低剂量的抗生素，一般是筛选剂量的一半。筛选后的细胞一般是离散的克隆，根据实验目的不同，可以分别纯化（克隆），收集进行大量培养或染色并进行抗性克隆的计数。【蛋白表达和培养基的选择】

哺乳动物细胞系合成可溶的，翻译后修饰的蛋白，比细菌，真菌或昆虫细胞中表达的蛋白更有可能有生物活性。稳定转染的细胞可以合成大量的重组蛋白，而瞬时转染细胞可以快速表达，迅速地合成小量蛋白。常用的细胞系包括CHO，293和COS-7。Invitrogen提供克隆的293-F，293-H，COS-7和CHO-S细胞，来源于经筛选转染效率更高的亚细胞系。这些细胞也可用于无血清和限定化学成分培养基。重组蛋白的大规模生产一般在稳定转染的悬浮细胞中进行。这些细胞易于生长到高密度并合成更多蛋白。使用基质珠做为固相支持可以使贴壁细胞悬浮生长。用于蛋白生产的细胞的转染可以在添加有血清或无血清培养基中进行。但更倾向于使用无血清培养基表达蛋白，因为血清蛋白会干扰下游表达蛋白的纯化。无血清培养基一般针对某一特定细胞类型优化并有几类无血清培养基不需要添加血清，一般含有不均一的或大量的蛋白（但比添加血清的培养基低得多）。无蛋白培养基不含蛋白但可能含有不明成分的抽提物。限定化学成分的培养基不含有蛋白或未知组成的成分。多种多样的配方使您可以选择最适合您应用的一种。在含血清时转染的细胞可以适应无血清培养基，无蛋白培养基或限定化学成分的培养基。在部分情况下（如293-F，293-H，COS-7和CHO-S），对于已适应无血清或无蛋白培养基的细胞，可以使用其培养基进行转染。其他一些无血清培养基包含抑制阴离子脂质体介导转染的成分。在这些情况下，有必要在诸如D-MEM或OPTI-MEMⅠ等培养基中进行培养和转染。

脂质体介导DNA转染法

脂质体(lipofectin regeant,LR)试剂是阳离子脂质体N-[1-2，3-Dioleyoxy, Propyl]-n, n,n-Trimethylammonium Chloride(DOTMA)和Dioleoyl photidye-thanolamine(DOPE)的混合物[1:1(w/w)]。它适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前条件下最方便的转染方法之一。转染率高，优于磷酸钙法，比它高5～100倍，能把DNA和RNA转染到各种细胞。

用LR进行转染时，首先需优化转染条件，应找出该批LR对转染某一特定细胞适合的用量、作用时间等，对每批LR都要做：第一，先要固定一个DNA的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间，DNA可从1～5μg和孵育时间6小时开始，按这两个参数绘出相应LR需用量的曲线，再选用LR和DNA两者最佳的剂量，确定出转染时间(2～24小时)。因LR对细胞有一定的毒性，转染时间以不超过24小时为宜。

细胞种类：COS-

7、BHK、NIH3T3、Hela和Jurkat等任何一种细胞均可作为受体细胞。

1、操作步骤[方法一]：

(1)：取6孔培养板(或用35mm培养皿)，向每孔中加入2mL含1～2×105个液，37℃CO2培养至40%～60%汇合时(汇合过分，转染后不利筛选细胞)。

(2)转染液制备：在聚苯乙稀管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量)A液：用不含血清培养基稀释1-10μg DNA，终量100μL，B液：用不含血清培养基稀释2-50μgLR，终量100μL,轻轻混合A、B液，室温中置10-15分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染(如出现沉淀可能因LR或DNA浓度过高所致，应酌情减量)。

(3)转染准备：用2mL不含血清培养液漂洗两次，再加入1mL不含血清培养液。

(4)转染：把A/B复合物缓缓加入培养液中，摇匀，37℃温箱置6～24小时，吸除无血清转染液，换入正常培养液继续培养。

(5)其余处理如观察、筛选、检测等与其它转染法相同。

注意：转染时切勿加血清，血清对转染效率有很大影响。

2、快速脂质体转染法操作步骤如下[方法二]：

(1)以5×105细胞/孔接种6孔板(或35mm培养皿)培养24小时，使其达到50～60%板底面积。

(2)在试管中配制DNA/脂质体复合物方法如下：

①在1mL无血清DMEM中稀释PSV2-neo质粒DNA或供体DNA。

②旋转1秒钟，再加入脂质体悬液，旋转。

③室温下放置5～10分钟，使DNA结合在脂质体上。

(3)弃去细胞中的旧液，用1mL无血清DMEM洗细胞一次后弃去，向每孔中直接加入1mL DNA/脂质体复合物，37℃培养3～5小时。

(4)再于每孔中加入20%FCS的DMEM，继续培养14～24小时，(5)吸出DMEM/DNA/脂质体混合物加入新鲜10%FCS的DMEM，2mL/孔，再培养24～48小时。(6)用细胞刮或消化法收集细胞，以备分析鉴定。

稳定的脂质体转染方法如下：

(1)接种细胞同前，细胞长至50%板底面积可用于转染。

(2)DNA/脂质体复合物制备转染细胞同前(2)、(3)步骤。

(3)在每孔中加入1mL、20%FCS的DMEM，37℃培养48小时。

(4)吸出DMEM，用G418选择培养液稀释细胞，使细胞生长一定时间，筛选转染克隆，方法参照细胞筛选法进行。转染实验要注意的一些事项

DNA转染后，转入基因的表达可以在1－4天内检测到——仅有一部分转入细胞的DNA被转运到细胞核内进行转录并最终输出mRNA到细胞质进行蛋白合成。几天内，大部分外源DNA会被核酸酶降解或随细胞分裂而稀释；一周后就检测不到其存在了。因此转染也可以分为瞬时转染和稳定转染。瞬时转染（transient transfection）指的是转染的核酸不整合到染色体上，结果是短暂的高水平表达，可在24—96小时内检测表达效果，表达水平与位置无关，不会受到周围染色体元件的影响。瞬时表达分析所需的人力和时间比稳定表达少，但因为DNA摄入效率和表达水平在不同实验中差异较大，不长久也不稳定。超螺旋质粒转染更倾向于瞬时表达。瞬时表达适合研究启动子等调控元件——不过，诱导型的启动子除外。稳定转染，就是转染的质粒DNA整合到染色体上，或者相当于附加子（episome）可持续存在，使得转染的细胞可长期表达。外源基因整合的几率很小，要获得稳定转染的细胞株，通常需要有筛选标记（比如抗性基因）共同转染，通过选择压力维持表达的稳定——不行的统统枪毙了。质粒整合到染色体上本来就是件稀罕事儿，平均万分之一的几率，如果是线性化DNA转染，那整合的几率就高多了。不过怎么整合也就是一个或者有限的几个拷贝，所以表达量往往比较不高的。但是，“压倒一切的是'稳定'”，很多时候，转染后往往要进行稳定表达的筛选。

成功转染第一步：细胞培养注意事项

细胞系的选择通常不是我们说了算的。有时是实验的需要，有时是实验室条件的限制。如果有选择的余地当然挑个容易做的。越是接近体内的真实情况的原代细胞，通常越是难于伺候。反之亦然。此外细胞本身的特性也是需要考虑的因素。有时需要根据细胞系来选择合适的转染方法；而有时一些启动子在不同的细胞系中表现的功能也不同。这些都是设计实验时需要考虑的因素，姑且不论。不过因为受限于特定的细胞，如何选择合适的转染方法就值得考究了。因为不同的细胞可能适用不同的转染试剂和转染条件。如果实验室已经建立了全套方法，照做可也。如果是个新来的细胞株，最好查查资料看哪些成功转染案例。每种转染试剂都会提供一些已经成功转染的细胞株列表和文献，看看其中是否有你的新对手——这个FuGENE 6 比较有优势，已有750多种细胞系成功转染的资料可供参考。

当实验进行到转染这一步时需要注意的因素有哪些呢？

一、健康而茁壮成长的细胞

转染前细胞最好经过1—2次传代，以保证细胞生长旺盛，容易转染。注意，贴壁细胞生长到几乎汇片时就要赶快进行下一次传代，千万不要使细胞保持融合超过24小时。

大多数已建立的细胞系都是非整倍体，细胞培养在实验室中保存数月和数年后会经历突变，总染色体重组或基因调控变化等而演化，这会导致和转染相关的细胞行为的变化。如果随时间发现这种变化，融化一管新鲜的细胞可能会恢复原先的转染活性。比如，新鲜融化的NIH 3T3细胞比传代8次的细胞表现出更高的转染效率（融化细胞的进一步传代不会马上降低转染效率）。因此，如果观察到转染效率降低，可以试着转染新鲜培养的细胞以恢复最佳结果。

二、恰到好处的铺板密度

转染时的细胞密度对转染效率影响非常显著。不同的转染试剂，要求转染时的最适细胞密度各不相同，即使同一种试剂，也会因不同的细胞类型或应用而异。转染时过高或者过低的细胞密度会导致转染效率降低，乃至表达水平偏低。因此如果选用新的细胞系或者新的转染试剂，最好能够进行优化实验并为以后的实验建立一个稳定方法，包括适当的接种量和培养时间等等。一般转染时贴壁细胞密度为40%-80%，但这个需要参考所选转染试剂的说明书——阳离子脂质体具有微量的细胞毒性而往往需要更高的铺板密度或者更多的悬浮细胞数，有的要求细胞90%汇片；而有些多胺或者非脂质体的配方则要求在40%—80%之间，总之是尽量在细胞最适的生理状态下转染，以求最佳的转染效果。

不同的实验目的也会影响转染时的铺板密度，比如研究细胞周期相关基因等表达周期长的基因，就需要较低的铺板密度，所以需要选择能够在较低铺板密度下进行转染的试剂。需要特别注意。

三、温暖舒适的培养基

健康的细胞培养是一切成功转染的基础。不同的细胞类型有不同的特性，需要特定的培养基、血清、补充添加剂等等。血清

血清一度曾被认为会降低转染效率，老一代的转染方法往往要求转染前后洗细胞或者在无血清培养基条件下转染，对于某些对血清要求敏感的细胞来说是个难题。不过转染产品配方几经革新后的今天，对于主流的转染试剂来说，血清的存在已经不会影响转染效率，甚至还有助于提高转染效率，比如FuGENE6、Effectene和GeneJuice等。对于多数可以在有血清条件下工作的转染试剂来说，血清的存在会影响DNA—转染复合物的形成，但只要在DNA-转染复合物形成时用无血清培养基来稀释DNA和转染试剂就可以了，在转染过程中是可以使用血清的。这些方便好用、可在有血清条件下转染的试剂包括前面介绍的Lipofectamine2000，FuGENE 6，GeneJuice，Effectene，Polyfect等等。最厉害的是Qiagen的2个产品，Polyfect和Effectene，全程都可以用有血清和抗生素等添加剂的完全培养基来操作，包括稀释步骤，不用担心培养基的变化对细胞生长有什么不良影响了。这样，就不再需要在转染前多次洗细胞，也就减少操作的复杂程度，更重要的是不必再让细胞处于无血清的“悲惨环境”中转染，不必担心对血清缺乏很敏感的细胞受到不必要的麻烦了。娇贵的细胞们，你们有福了。不过要特别注意：对于RNA转染，如何消除血清中潜在的RNase污染是值得关注的。所以血清的质量也是需要关注的。新加培养基的预热对细胞转染很有帮助。抗生素

支原体、细菌、真菌污染，无论对于细胞培养或者转染都可能会严重影响转染结果，细胞培养过程中往往会添加抗生素来防止污染。但是这些添加剂可能对转染造成麻烦。比如青霉素和链霉素，就是影响转染的培养基添加物。这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。这可能间接导致细胞死亡，造成转染效率低。所以，对于选择Lipofectamine2000系列转染试剂的实验，要特别注意在转染培养基中不能使用抗生素，甚至在准备转染前进行细胞铺板时也要避免使用抗生素。这样，在转染前也不必润洗细胞。对于稳定转染，不要在选择性培养基中使用青霉素和链霉素，因为这些抗生素是GENETICIN选择性抗生素的竞争性抑制剂。另外，为了保证无血清培养基中细胞的健康生长，使用比含血清培养基更少的抗生素量。这里又要表扬Qiagen的2个产品，Polyfect和Effectene，因为全程都可以用有血清和抗生素等添加剂的完全培养基来操作，很方便的。对于筛选稳定表达株，要预留足够的时间让抗性基因表达后再添加筛选压力。

其他添加物如抗生素，EDTA，柠檬酸盐，磷酸盐，RPMI，硫酸软骨素，透明质酸，硫酸葡聚糖或其他硫酸蛋白多糖这些物质的存在可能会干扰DNA和转染试剂形成复合物的过程，要尽量避免。

一、质粒的构建：启动子的选择

启动子的选择对于转染基因的有效表达是非常重要的。对于转染过程本身虽然无甚影响，但是对转染结果却有着微妙的影响。

启动子可分为2大类：诱导型启动子是比较精明的，平时歇着，一旦接到诱导信号指示就马上开工干活儿。而组成型启动子比较老实的，就是从头到尾不停干活从不闲着的那种——比如我们很熟悉的CMV启动子，SV40，pMC1，PGK启动子等等。

获得高转染活性所需选择的启动子依赖于选用的细胞系和要表达的蛋白。CMV启动子在大多数细胞类型中可以获得高表达活性。在BHK-21中，CMV启动子活性比其他启动子如SV40和RSV都要高。但这三种病毒启动子在T细胞来源的细胞系，如Jurkat中组成表达水平较低。转染后在培养基中加入PHA-L和PMA可以激活Jurkat细胞中CMV启动子，而单PMA就足以激活KG1和K562（人骨髓瘤白细胞）中的CMV启动子。SV40启动子的表达在含有T抗原（存在于COS-1和COS-7）时会提高，因为T抗原可以刺激染色体外的合成。

一个强悍的高表达组成型启动子是我们做表达所求之不得的，但是对于转染本身来说却不一定好——因为任何持续过高表达外源基因都可能带来某种程度的细胞毒性，影响细胞生长——如果外源基因本身对细胞生长有毒，那更完蛋了，你很可能筛不到转染成功的细胞株，更别提稳定转染了——因为过量表达本身可能已经害死了那个转染了的细胞，没转染的细胞又死于筛选压力。这种时候一个不那么“能干”的启动子可能更适合一些。如果你曾经遇到原因不明的转染失败案例，会不会是这个原因呢？过犹不及就是这个道理咯。

诱导型启动子对于转染来说，特别是稳定转染，可能是更好的选择。它使得目的基因的表达可以受到我们的调控——转染的时候不表达，筛选稳定表达株后再诱导表达，使得表达有毒性的基因或者精确分析表达产物的生物学效应成为可能。多数诱导型启动子在接受某种信号后“打开开关”开始工作，也有的相反，在缺失某种信号后打开开关。Clontech还有个诱导系统是“剂量依赖的”，就是说不单表达开关可控，表达量多少也可以通过诱导剂的量来调控。还有一种特殊的启动子很好玩——具有时序性或者组织特异性（空间特异性），会受到特定的元件调控，在一定的时间或者特定组织细胞中表达的，比如那个转基因山羊奶里用的只在泌乳期的乳腺细胞中表达的启动子——有人说这是组成型的，我觉得应该是诱导型的，只不过诱导的因素我们不知道罢了，这类启动子在不同的细胞中会有不同的表现，需要注意。诱导系统的问题主要是本底表达，表达量有限，以及诱导剂本身对细胞的影响和如何清除。

转染DNA的启动子-增强子如果不被宿主细胞识别也会产生无法表达的“悲剧”，这是实验设计时需要注意的问题。不过现在利用现成试剂盒或者模拟国外已经成功的实验的居多，独立构建表达系统的极少，因而这种问题遇到的几率也几乎可以忽略不计。

目的基因：这个对于研究人员来说是目的，因而没有选择的余地。如果你的目的基因正好会影响选定细胞株的生长，甚至有毒，那最好选择一个诱导型的启动子，不然你可能总是转染不了。但是通常在实验之前我们不清楚我们研究的基因产物是否对选定的细胞有毒，所以正负对照很重要。当排除其他原因后转染总是失败，应当从根本上考虑原因。

二、质粒的大小和质量

线性化还是超螺旋会影响转染结果：超螺旋质粒的转染效率比线性DNA高得多，特别是瞬时转染。而线性化DNA转染的整合几率高。质粒太大了转染会困难一些。毕竟，相对致密、较小的外源异物被细胞内吞的几率要大一些。如果你的质粒正好比较大，又没有经验，选择特别注明可以转大质粒的转染试剂成功几率会高一些。有的转染试剂还会提供一些促进DNA凝聚的成分，使得DNA形成转染复合物时更致密一些，更容易转染一些。

纯化质粒的质量无疑会影响转染效率。哺乳动物细胞总归是比大肠杆菌娇气，转染难度高些，因而要求的DNA纯度要更高些。早年要做转染真是大阵仗啊，光是提质粒做超离就令人皱眉。最令人头疼的是内毒素了。内毒素是革兰氏阴性菌细胞壁上特有的成分，主要是脂多糖中的类脂A（lipopolysaccharides），在细菌被裂解时被释放出来，由于其化学结构和特性，在质粒提取的过程中内毒素很容易混入质粒DNA中共同纯化出来。内毒素的存在会严重地影响转染效率，此外内毒素可能会激活造血细胞（例如B细胞、巨嗜细胞等）的非特异免疫反应，造成实验中的假阳性。所以质粒DNA转染时应尽量采用无内毒素污染的超纯质粒。幸好技术的进步令复杂的操作成为过去，多数实验室会选择使用转染级别的质粒纯化试剂盒纯化的质粒来转染。对于一些“耐受性高、容易操作的”细胞株，普通的Kit已经够了。对于一些对内毒素特别敏感的细胞，就要用“去内毒素”的质粒纯化Kit了。Qiagen的Endofree系列可以得到相当于2次CsCl超速离心纯度的质粒，同时特别设计去除内毒素，专为最娇气的细胞系转染和体内DNA疫苗而设计。此外现在Invitrogen和Stratagene都有一些快速纯化质粒同时也去内毒素的Kit，使得去除质粒中的内毒素更为简便。

质粒DNA的浓度和量：既然质粒纯化已经不成问题，初学者通常都不会在乎甚至愿意多加点DNA，但是要注意的是，DNA量过少固然转染效率不高，DNA量过多同样会降低转染效率。有的初学者习惯按照说明书123地去操作而不求甚解，你“知其然”是否还“知其所以然”呢？DNA:转染试剂的比例的优化是非常重要的，特别是对于阳离子脂质体、多胺等带电荷的转染试剂来说，DNA-转染复合物所带的净电荷是由转染试剂和DNA的比例决定的，而转染复合物是否能更好地结合到带负电的细胞膜上，很大程度取决于这个净电荷。所以预实验需要按照说明书的要求，按一定比例混合适量的质粒DNA和转染试剂。有的转染试剂要求DNA的量多些，有的转染试剂效率高只要很少DNA，比如Effectene只需要常规五分之一的DNA。所以转染前最好能精确定量质粒。另外由于质粒本身的因素（比如目的基因产物是否有毒、启动子强弱等因素），单独DNA也会对细胞生长有一个基础的影响，所以同时做几组不同量的对照实验进行优化是很有帮助的。另外值得注意的是，当细胞铺板密度较高时，需要的质粒DNA和转染试剂的量也会略微提高