细胞裂解实验方法总结

第一篇：细胞裂解实验方法总结

细胞裂解是改变细胞通透性和活性的重要实验方法。主要分为化学法和机械法，前者比较温和，后者虽然产量高，但反应更剧烈，很有可能造成细胞中的DNA断裂。本文主要是介绍细胞的裂解方法以及实验过程中的方法探讨。

裂解方法包括化学裂解、酶裂解和机械裂解。化学裂解和酶裂解通常是比较温和的方法，通常会很少使DNA 断裂。这两种方法(包括SDS 和溶菌酶处理等)提取纯化DNA中常用的方法。机械裂解可以更均一的裂解细胞，同化学裂解相比，机械处理具有更高的裂解效率和更低的选择性。机械处理可以更剧烈和全面的裂解细胞，但也会造成DNA 的断裂。

一、机械裂解法主要有以下两种：

1.热休克(Thermal shock)，既反复冻溶法，是一种常用的机械裂解方式比，通常由冷冻和解冻两部分组成(freezing and thawing)。原理：由于细胞内冰粒形成和剩余细胞液的盐浓度增高引起溶胀，使细胞结构破碎。冷冻通常在液氮或-20 ℃ 冰上进行，解冻可以在37、50、65 或100 ℃水浴中进热休克比化学裂解温和，但是很有效，有资料表明用热休克和溶菌酶与SDS的方法获得了90%的细胞裂解率。

2.超声波处理(Ultrasonication)既利用超声加热的方法，把细胞破碎。但这种处理会导致DNA 的断裂，所以加热不宜过剧烈，要设定好超声时间和间隙时间，一般超声时间不超过5秒，间隙时间最好大于超声时间，这些都有利于保护酶的活性。bead-beating 也是常用的机械处理方式，有报道指出bead-beating 比热休克和化学裂解的细胞裂解效果更好虽然DNA产量较高，但通常得到的DNA片段较小。

二、化学裂解和酶裂解法(在提核酸时联合使用)主要是裂解液处理法，细胞裂解液的主要目的有以下几种：

（1）利用去污剂破坏脂质双分子层，破裂细胞；

（2）溶解蛋白；

（3）蛋白变性使其稳定；

（4）抑制蛋白酶活性。

主要根据不同的目的，裂解液的组成有所不同，主要有提取核酸和蛋白两中。在提取RNA或DNA时，我们主要是要充分裂解细胞，得到更多的核酸；如果我们的目的是蛋白，那要根据蛋白的位置、特性等因素考虑裂解液，在提取蛋白后，再根据实验需要复性蛋白等。以下是细胞裂解中常用试剂和其作用： 50 mMTris-HCl pH 7.4(缓冲体系)，150 mMNaCl(等渗体系)，1 mM PMSF(强大的蛋白酶抑制剂)，1 mM EDTA(变性剂和稳定剂)，5 µg/ml Aprotinin(蛋白酶抑制剂)，5 µg/ml Leupeptin(蛋白酶抑制剂)，1% Triton x-100(破坏细胞)，1% Sodium deoxycholate(中度变性剂和蛋白溶解剂)，0.1% SDS(强变性剂和蛋白溶解剂)。7M 尿素，2M硫脲(可以提高膜蛋白的融解)，蛋白酶K等。细胞裂解时间把握问题：孔板里细胞用PBS洗2次后，加入细胞裂解液，然后去测总蛋白含量和酶的活力，不知道细胞要裂解到什么程度? 答：因为所用的细胞类型不一样，所以实验的条件也需要摸索，建议这样来做：加入细胞裂解液后，不同时间取样，以时间和总蛋白含量和酶的活力作曲线，这样就可以找到裂解的最佳时间，仅供参考。

原核表达的细胞裂解问题：做原核表达，用BL21表达，之后如何裂解细胞才行呢?我的菌液只有300微升，说明书上用超声裂解细胞，但没给出具体做法，我们这只有大的探头，不好做，有什么好的办法么? 要是用超声裂解，要怎么做才行?我是超声15 s间隔10 s座4次。裂解不好，应该怎样改呀?!答：请试一试IFCC推荐法： 1.收集细胞悬液

2.4 ℃ 低温离心(3000 rpm，5min)3.弃上清，加入一定量PBS(200 ul)，轻轻吹打混匀，-20 ℃ 冷冻30 min，37 ℃ 解冻，如此反复3次，可形成细胞裂解液

三、western blot细胞裂解方法个人小结：

过些天准备做western blot，昨天就提前把细胞裂解了，提出蛋白来保存。一下是我做的方法，大家参考，可能有不正确的地方，希望大家指出来，谢谢!1.取一瓶细胞(100 ml的瓶子)，PBS洗2次，胰酶消化，加入10 ml 培养液，制备成细胞悬液；

2.将细胞悬液移入10 ml离心管中，4 ℃，2500 rpm，离心5 min；

3.弃上清，加入预冷的PBS(即4 ℃ 存放的PBS)于离心管中，吹打，4 ℃，2500 rpm，离心5min；弃上清，重复上述步骤一次；共洗细胞2次，充分洗掉培养液；

4.弃上清，加入200 ul细胞裂解液(每1 ml裂解液中加入10 ulPMSF)，置于冰上，裂解40 min～1 h；裂解过程中可用枪头吹打或间断摇动离心管，以使蛋白充分裂解； 5.取出离心管，于4 ℃，12000 rpm，离心5 min； 6.将上清移入EP管中，-20 ℃ 保存，即可。

注：本来应该在培养瓶或培养皿中裂解，但出于某种原因，我为节约细胞裂解液，故试着在离心管中裂解，不知道这样裂解是否充分。但我想这种方法也是可以考虑的。

四、核蛋白裂解液配方与步骤： 1.核蛋白裂解液配方 Buffer A 10 mM HEPES 1.5 mM MgCl2 10 mMKCl 0.5 mM DTT，0.05% NP40(or 0.05% Igepal or Tergitol)pH 7.9 Buffer B 5 mM HEPES 1.5 mM MgCl2 0.2 mM EDTA 0.5 mM DTT 26% glycerol(v/v)，pH 7.9 2.核蛋白裂解操作步骤 Method 1.Prepare 1 ml of buffer A with added cocktail of usual inhibitors from frozen stock and store on ice.2.Add 500 μl of buffer a per large petri dish on ice and scrape thoroughly，leave on ice for 10 min.3.Centrifuge at 4 °C at 3000 rpm for 10 min.4.Remove supernatant and keep it(this will contain everything except large plasma membrane pieces，DNA，nucleoli)，extract out 10 μl for Bradford assay.5.On ice resuspend pellet in 374 μl of buffer B and add 26 μl of 4.6 M NaCl to give 300mM NaCl(high salt helps lyse membranes and forces DNA into solution).6.Homogenize with 20 full strokes in Dounce or glass homogenizer on ice.7.Leave on ice for 30 min.8.Centrifuge at 24，000 g for 20 min at 4 °C.9.Aliquot supernatant，remove 10 μl for Bradford assay and store at-70 °C.细胞裂解机制被广泛应用于各类的生物实验中，最突出的当属WB。为达到最佳的实验结果，需要注意的是所有的实验步骤都需在四度以下进行，并且避免过多的反复冻融。而且整个实验过程中记得戴手套。编辑： 呜咽

第二篇：细胞凋亡实验技术总结

细胞凋亡实验技术总结 一形态学检测

1、光学显微镜和倒置显微镜观察法

未染色细胞:凋亡细胞体积变小、变形，膜完整但出现发泡现象，晚期出现凋亡小体。贴壁细胞出现皱缩，变圆，脱落。染色细胞:姬姆萨染色，瑞氏染色等。凋亡细胞染色质浓缩，边缘化，核膜裂解，染色质分割成块状，形成凋亡小体。

2、荧光显微镜检测法-荧光染料

例如，碘化丙啶(PI)是一种核酸染料，它不能透过完整的细胞膜，但在凋亡中晚期的细胞和死细胞，PI 能够透过细胞膜而使细胞核红染。选用536nm 激发光，细胞核呈红色荧光。

3、电子显微镜

收集细胞，2.5%戊二醛4°C 固定24h，1%四氧化锇后固定，丙酮梯度脱水，经包埋剂浸透后环氧树脂包埋，超薄切片，醋酸铀和枸橼酸铅双重染色，透射电镜观察。凋亡Ⅰ期的细胞核内染色质高度盘绕，出现许多称为气穴现象的空泡结构。Ⅱa 期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化;细胞凋亡的晚期，细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。

4、激光扫描共焦显微镜技术

FITC-AnnexinV+PI双染，观察凋亡过程中细胞膜PS表面的变化，并区分正常细胞(An-PI-)，早期凋亡细胞(An+PI-)，晚期凋亡细胞及坏死细胞(An+PI+)，细胞收集过程中出现的损伤细胞(An-PI+)。

二、细胞凋亡的生化及分子生物学检测

1、DNA 断裂检测法

如使用琼脂糖凝胶电泳检测，细胞凋亡时，核染色质凝聚，染色质DNA 在核小体单位之间的连接处断裂。凋亡早期可形成50~300kbp 的DNA 大片段，晚期核酸内切酶在核小体之间剪切核DNA，产生大量长度在180~200bp 整数倍的寡核苷酸片段。

2、膜联蛋白V 法

磷脂酰丝氨酸(PS)位于正常细胞膜的内侧，但在细胞凋亡的早期，PS 可从细胞膜的内侧翻转到细胞膜表面。Annexin-Ⅴ(膜联蛋白-V)是一种分子量为35-36KD 的Ca2+ 依赖性磷脂结合蛋白，与PS高亲和力。将Annexin-Ⅴ进行荧光素或生物素标记，以标记了的Annexin-Ⅴ作为探针，利用流式细胞仪、荧光显微镜以及共聚焦激光扫描显微镜检测细胞凋亡的发生。

3、细胞凋亡的酶Caspase检测

检测Caspase活力可用免疫杂交技术分析酶原的加工和底物水解的产物，或用人工底物检测酶活力，也可对活化的Caspase做亲和标记。例如分析底物的水解产物，PARP(多聚ADP-核糖聚合酶)第一个被认识的caspase-3底物，它的相对分子质量为116000，水解后形成相对分子质量为85000 及相对分子质量为25000 的两个片段，用抗相对分子质量为85000 片段的抗体检测细胞是否发生凋亡。

4、线粒体膜势能变化的检测

线粒体跨膜电位的存在，使一些亲脂性阳离子荧光染料可结合到线粒体基质，其荧光的增强或减弱反映了线粒体内膜电负性的增高或降低流式细胞仪检测细胞的荧光强度或荧光显微镜观察，拍照正常细胞中, Rh123 能够依赖线粒体跨膜电位进入线粒体基质，荧光强度减弱或消失。而凋亡时，线粒体膜完整性破坏，线粒体膜通透性转运孔开放，引起线粒体跨膜电位的崩溃, Rh123 重新释放出线粒体, 从而发出强黄绿色荧光。

第三篇：细胞凋亡检测方法总结

1、磷脂酰丝氨酸外翻分析（Annexin V法）

磷脂酰丝氨酸（Phosphatidylserine, PS）正常位于细胞膜的内侧，但在细胞凋亡的早期，PS可从细胞膜的内侧翻转到细胞膜的表面，暴露在细胞外环境中(图3)。Annexin-V是一种分子量为35~36KD的Ca2+依赖性磷脂结合蛋白，能与PS高亲和力特异性结合。将Annexin-V进行荧光素（FITC、PE）或biotin标记，以标记了的Annexin-V作为荧光探针，利用流式细胞仪或荧光显微镜可检测细胞凋亡的发生。

PS转移到细胞膜外不是凋亡所独特的，也可发生在细胞坏死中。两种细胞死亡方式间的差别是在凋亡的初始阶段细胞膜是完好的，而细胞坏死在其早期阶段细胞膜的完整性就破坏了。

碘化丙啶(propidine iodide, PI)是一种核酸染料，它不能透过完整的细胞膜，但在凋亡中晚期的细胞和死细胞，PI能够透过细胞膜而使细胞核红染。因此将Annexin-V与PI匹配使用，就可以将凋亡早晚期的细胞以及死细胞区分开来。

在双变量流式细胞仪的散点图上，左下象限显示活细胞，为（FITC-/PI-）；右上象限是非活细胞，即坏死细胞，为（FITC+/PI+）；而右下象限为早期凋亡细胞，显现（FITC+/PI-）。右上象限为独立的核（FITC-/PI+）。

Annexin-V可以再钙离子存在的情况下，和细胞表面外翻的磷脂酰丝氨酸结合，而磷脂酰丝氨酸的外翻是细胞凋亡的早期事件。

PI是一种DNA染料，当细胞凋亡的晚期，细胞的细胞膜通透性增加，PI从而进入细胞核与DNA结合。

所以

Annexin-V阴性-PI阴性 代表正常细胞

Annexin-V阳性-PI阴性 代表凋亡早期的细胞

Annexin-V阳性-PI阳性 代表凋亡晚期的细胞或坏死的细胞

Annexin-V阴性-PI阳性 一般不存在这一群细胞，如果出现这一团细胞可能是PI标记时间过长，或者操作过于剧烈而伤害到原本正常的细胞。（还有一种说法是凋亡最后阶段的细胞，细胞已经没有细胞膜了说以不结合Annexin-V而只结合PI）

2.线粒体膜电位变化的检测

实验原理

JC-1是一种广泛用于检测线粒体膜电位(mitochondrial membrane potential)△Ψm的理想荧光探针。可以检测细胞、组织或纯化的线粒体膜电位。在线粒体膜电位较高时，JC-1 聚集在线粒体的基质(matrix)中，形成聚合物(J-aggregates)，可以产生红色荧光（FL-2 通道）；在线粒体膜电位较低时，JC-1 不能聚集在线粒体的基质中，此时JC-1 为单体(monomer)，可以产生绿色荧光（FL-1 通道）。这样就可以非常方便地通过荧光颜色的转变来检测线粒体膜电位的变化。常用红绿荧光的相对比例来衡量线粒体去极化的比例。线粒体膜电位的下降是细胞凋亡早期的一个标志性事件。通过 JC-1 从红色荧光到绿色荧光的转变可以很容易地检测到细胞膜电位的下降，同时也可以用JC-1 从红色荧光到绿色荧光的转变作为细胞凋亡早期的一个检测指标。

JC-1 单体的最大激发波长为 514nm，最大发射波长为 527nm；JC-1 聚合物(J-aggregates)的最大激发波长为 585nm，最大发射波长为 590nm。

A-C 为对照，细胞亚群(R1)在 FL-2和FL-1 通道同时显示 JC-1 的荧光信号。D-F 显示 JC-1在FL-2通道荧光信号降低的细胞亚群(R2)显著增加，证明线粒体膜电位△Ψm 下降，细胞发生凋亡。凋亡与线粒体膜电位的去极化相关。细胞凋亡时线粒体膜电位发生去极化，JC-1进入线粒体以单体形式存在，仅在Fl-1通道有荧光。

检测原理

正常细胞：JC-1聚集在线粒体内，形成多聚体，呈鲜红色荧光，细胞质内有绿色；即红光++，绿光++。

凋亡细胞：由于线粒体跨膜电位的破坏，不能聚集到线粒体内，红色荧光减弱，单体的形式存在于胞质内发绿色荧光。即红光+，绿光++

3、Caspase-3活性的检测

Caspase家族在介导细胞凋亡的过程中起着非常重要的作用，其中caspase-3为关键的执行分子，它在凋亡信号传导的许多途径中发挥功能。Caspase-3正常以酶原（32KD）的形式存在于胞浆中，在凋亡的早期阶段，它被激活，活化的Caspase-3由两个大亚基（17KD）和两个小亚基（12KD）组成，裂解相应的胞浆胞核底物，最终导致细胞凋亡。但在细胞凋亡的晚期和死亡细胞，caspase-3的活性明显下降。

(1)Western blot 分析Procaspase-3的活化，以及活化的Caspase-3及对底物多聚ADP-核糖聚合酶[poly（ADP-ribose）polymerase，PARP]等的裂解。

(2)荧光分光光度计分析

检测原理：活化的Caspsae与其特异性底物DEVD-pNA结合切割，释放出游离pNA，通过测定其吸光度，根据其发光强度的高低代表其活化程度。

(3)流式细胞术分析

PharMingen 多克隆或单克隆 Caspase-3 抗体可以识别 Caspase-3 活化形式，它特异性识别由无活性的 Pro-Caspase-3 活化水解后的暴露的断裂端, 荧光标记多克隆兔抗 Active-Caspase-3 抗体为流式细胞术分析凋亡细胞的 Caspase-3 而设计。1、2、3是早期凋亡现象；

4、5是晚期凋亡现象。

4、TUNEL法(末端脱氧核苷酸转移酶介导的dUTP缺口末端标记)

细胞凋亡中, 染色体DNA双链断裂或单链断裂而产生大量粘性3'-OH末端，可在脱氧核糖核苷酸末端转移酶（TdT）的作用下将脱氧核糖核苷酸和荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶或生物素形成的衍生物标记到DNA的3'-末端，从而可进行凋亡细胞的检测，这类方法称为脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法（terminal-deoxynucleotidyl transferase mediated nick end labeling, TUNEL）。由于正常的或正在增殖的细胞几乎没有DNA的断裂，因而没有3'-OH形成，很少能够被染色。TUNEL实际上是分子生物学与形态学相结合的研究方法，对完整的单个凋亡细胞核或凋亡小体进行原位染色，能准确地反应细胞凋亡典型的生物化学和形态特征，可用于石蜡包埋组织切片、冰冻组织切片、培养的细胞和从组织中分离的细胞的细胞形态测定，并可检测出极少量的凋亡细胞，因而在细胞凋亡的研究中被广泛采用。

5、DNA ladder 细胞凋亡晚期，核酸内切酶在核小体之间剪切核DNA，产生大量长度在180-200 bp 的DNA片段。细胞经处理后，采用常规方法分离提纯DNA，进行琼脂糖凝胶和溴化乙啶染色，在凋亡细胞群中可观察到典型的DNA ladder。在琼脂糖凝胶电泳上表现为梯形电泳图谱(DNA ladder)。坏死细胞---连续性条带。

一、形态学观察方法

1、HE染色、光镜观察：凋亡细胞呈圆形，胞核深染，胞质浓缩，染色质成团块状，细胞表面有“出芽”现象。【苏木精 — 伊红染色法，(hematoxylin-eosin staining)，简称HE染色法。苏木精染液为碱性，主要使细胞核内的染色质与胞质内的核糖体着紫蓝色 ；伊红为酸性染料，主要使细胞质和细胞外基质中的成分着红色。】

2、丫啶橙（AO）染色，荧光显微镜观察：活细胞核呈黄绿色荧光，胞质呈红色荧光。凋亡细胞核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧，可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体。

3、台盼蓝染色：如果细胞膜不完整、破裂，台盼蓝染料进入细胞，细胞变蓝，即为坏死。如果细胞膜完整，细胞不为台盼蓝染色，则为正常细胞或凋亡细胞。此方法对反映细胞膜的完整性，区别坏死细胞有一定的帮助。

4、透射电镜观察：可见凋亡细胞表面微绒毛消失，核染色质固缩、边集，常呈新月形，核膜皱褶，胞质紧实，细胞器集中，胞膜起泡或出“芽”及凋亡小体和凋亡小体被临近巨噬细胞吞噬现象。

一、细胞凋亡的形态学检测

1、光学显微镜和倒置显微镜

（1）未染色细胞：凋亡细胞的体积变小、变形，细胞膜完整但出现发泡现象，细胞凋亡晚期可见凋亡小体。贴壁细胞出现皱缩、变圆、脱落。

（2）染色细胞：常用姬姆萨染色、瑞氏染色等。凋亡细胞的染色质浓缩、边缘化，核膜裂解、染色质分割成块状和凋亡小体等典型的凋亡形态。

2、荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜

一般以细胞核染色质的形态学改变为指标来评判细胞凋亡的进展情况。常用的DNA特异性染料有：HO 33342(Hoechst 33342)，HO 33258(Hoechst 33258), DAPI。三种染料与 DNA的结合是非嵌入式的，主要结合在DNA的A-T碱基区。紫外光激发时发射明亮的蓝色荧光。

Hoechst是与DNA特异结合的活性染料，储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度，使用时用PBS稀释成终浓度为2~5mg/ml。

DAPI为半通透性，用于常规固定细胞的染色。储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度，使用终浓度一般为0.5 ~1mg/ml。

结果评判：细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期：Ⅰ期的细胞核呈波纹状（rippled）或呈折缝样（creased），部分染色质出现浓缩状态；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；Ⅱb期的细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体(图1)。

3、透射电子显微镜观察

结果评判：凋亡细胞体积变小，细胞质浓缩。凋亡Ⅰ期（pro-apoptosis nuclei）的细胞核内染色质高度盘绕，出现许多称为气穴现象（cavitations）的空泡结构(图2)；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；细胞凋亡的晚期，细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。图2

七、凋亡相关蛋白TFAR19蛋白的表达和细胞定位分析

TFAR19（PDCD5）是由本研究室在国际上首先报导的一个拥有自己知识产权的人类新基因，前期的功能研究表明，它是促进细胞凋亡的增强剂。利用荧光素（FITC）标记的TFAR19单克隆抗体为探针，对细胞凋亡过程中TFAR19蛋白的表达水平及定位研究发现，凋亡早期TFAR19表达水平增高并出现快速核转位现象，伴随着细胞核形态学的变化，持续较长时间，在凋亡小体中仍然可见。同时我们发现，凋亡早期TFAR19蛋白的核转位早于磷脂酰丝氨酸（PS）外翻和细胞核DNA的片段化，提示TFAR19蛋白的核转位是细胞凋亡更早期发生的事件之一。进一步的研究证明，凋亡早期TFAR19的核转位具有普遍意义，不同细胞凋亡早期均出现TFAR19高表达和核转位。这为研究细胞凋亡早期所发生的事件，提供了一种新的技术和指标。

第四篇：细胞增殖与毒性检测实验方法及经验总结

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细胞增殖与毒性检测实验方法及经验总结-CCK-8 法

实验原理：Cell Counting Kit-8（简称CCK-8）试剂可用于简便而准确的细胞增殖和毒性分析。其基本原理为：该试剂中含有WST-8【化学名：2-(2-甲氧基-4-硝基苯基)-3-(4-硝基苯基)-5-(2,4-二磺酸苯)-2H-四唑单钠盐】，它在电子载体1-甲氧基-5-甲基吩嗪鎓硫酸二甲酯（1-Methoxy PMS）的作用下被细胞中的脱氢酶还原为具有高度水溶性的黄色甲瓒产物（Formazan dye）。生成的甲瓒物的数量与活细胞的数量成正比。因此可利用这一特性直接进行细胞增殖和毒性分析。

一、用途：

药物筛选、细胞增殖测定、细胞毒性测定、肿瘤药敏试验等。

二、优点：

1.使用方便，省去了洗涤细胞，不需要放射性同位素和有机溶剂； 2.CCK-8法能快速检测；

3.CCK-8法的检测灵敏度很高，甚至可以测定较低细胞密度； 4.CCK-8法的重复性优于MTT 法，MTT 实验生成的formazan不是水溶性的，需要使用DMSO 等有机溶剂溶解；

5.而本方法产生的formazan是水溶性的，不仅省去了溶解步骤，更因此而减少了该操作步骤带来的误差；

6.CCK-8法对细胞毒性小，可以多次测定选取最佳测定时间，与MTT 方法相比线性范围更宽，灵敏度更高；

7.CCK-8细胞活性检测试剂中为1瓶溶液，毋需预制，即开即用。

三、所需设备及仪器：

1.10ul，100-200ul及多通道移液器 2.酶标仪（带有450nm滤光片）3.96孔培养板

4.二氧化碳培养箱

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四、方法及步骤：

实验一：细胞增殖分析

1、制备细胞悬液：细胞计数。

2、接种到96孔板中：根据合适的铺板细胞数（约1-2×104），每孔约100ul细胞悬液，同样的样本可做4-6个重复。3、37℃培养箱中培养：细胞接种后贴壁大约需要培养4小时，如果不需要贴壁，这步可以省去。

4、加入10ul CCK8：由于每孔加入CCK8量比较少，有可能因试剂沾在孔壁上而带来误差，建议将枪头浸入培养液中加入且在加完试剂后轻轻敲击培养板以帮助混匀。或者直接配置含10%CCK8的培养基（现用现配），以换液的形式加入。

5、培养0.5-4小时:细胞种类不同，形成的Formazan的量也不一样。如果显色不够的话，可以继续培养，以确认最佳条件（建议预实验先摸清楚时间点）。特别是血液细胞形成的Formazan很少，需要较长的显色时间（5-6小时）。

6、测定450nm吸光度：建议采用双波长进行测定，检测波长450-490nm，参比波长600-650nm。

实验二：细胞毒性分析

1、制备细胞悬液：细胞计数

2、接种到96孔板中：根据合适的铺板细胞数（约≥5×104），每孔约100ul细胞悬液，同样的样本可做4-6个重复。3、37℃培养箱中培养：细胞接种后贴壁大约需要培养4小时，如果不需要贴壁，这步可以省去。

4、加入不同浓度的毒性物质。5、37℃培养箱中培养：加入毒性物质的培养时间，要看毒性物质的性质和细胞的敏感性，一般要根据细胞周期来决定，起码要一代以上的时间（例如：6、12、24、48、60、72小时）。

6、加入10ul CCK8：由于每孔加入CCK8量比较少，有可能因试剂沾在孔壁上而带来误差，建议将枪头浸入培养液中加入且在加完试剂后轻轻敲击培养板以帮助混匀。

7、培养0.5-4小时:细胞种类不同，形成的Formazan的量也不一样。如果显色不够的话，可以继续培养，以确认最佳条件。特别是血液细胞形成的Formazan很少，需要较长的显色时间（5-6小时）。

8、测定450nm吸光度：建议采用双波长进行测定，检测波长450-490nm，参比波长600-650nm。

五、实验注意事项：

·若暂时不测定OD值，可以向每孔中加入10 μL 0.1M的HCL溶液或者1% w/v SDS溶液，并遮盖培养板避光保存在室温条件下。24小时内测定，吸光度不会发生变化。

·如果待测物质有氧化性或还原性的话，可在加CCK8之前更换新鲜培养基（除去培养基，并用培养基洗涤细胞两次，然后加入新的培养基），去掉药物影响。当然药物影响比较小的情况下，可以不更换培养基，直接扣除培养基中加入药物后的空白吸收即可。

·当使用标准96孔板时，贴壁细胞的最小接种量至少为1,000 个/孔(100 μl 培养基)。检 一站式科研技术服务商—武汉金开瑞生物www.xiexiebang.com

测白细胞时的灵敏度相对较低，因此推荐接种量不低于2,500 个/孔(100 μl 培养基)。

·酚红和血清对CCK8法的检测不会造成干扰，可以通过扣除空白孔中本底的吸光度而消去。

· CCK8可以检测大肠杆菌，但不能检测酵母细胞。在细胞增殖实验每次测定的过程中需要避免细菌污染，以免影响结果。

· CCK-8在0-5℃下能够保存至少6个月，在-20℃下避光可以保存1年。

·当在培养箱内培养时，培养板最外一圈的孔最容易干燥挥发，由于体积不准确而增加误差。一般情况下，最外一圈的孔加培养基或者PBS，不作为测定孔用。

·在培养基中加入CCK8，培养一定的时间，测定450 nm的吸光度即为空白对照。在做加药实验时，还应考虑药物的吸收，可在加入药物的培养基中加入CCK8，培养一定的时间，测定450 nm的吸光度作为空白对照。

·金属对CCK-8显色有影响：当终浓度为1 mM的氯化亚铅、氯化铁、硫酸铜会抑制5%、15%、90%的显色反应，使灵敏度降级。如果终浓度是10 mM的话，将会100%抑制。

·悬浮细胞由于染色比较困难，一般需要增加细胞数量和延长培养时间。

·加入CCK-8 时，如果细胞培养时间较长，培养基颜色或pH 值已变化，建议换用新鲜的培养基。

·用酶标仪检测前需确保每个孔内没有气泡，否则会干扰测定，且要擦拭干净样品板了。

六、经验总结及分享：

CCK8的说明书大家一定要认真阅读，里面很多细节的问题都有提到。而且说明书里提供的一些关于各种细胞的种板数都很有参考价值，因为那是反复验证过的最佳数值。但无论如何，做这个试验一定要摸条件。你就算再懒，这个懒不得，否则你都只是在做无用功。以下言论全部以细胞毒性试验为前提，如果你做的是促进细胞生长的药物的药效实验那就另当别论了。

摸条件包括

1、种板数；

2、种板后细胞的贴壁生长时间；

3、加药后的孵育时间；

4、cck8试剂加入量；

5、cck8试剂加入后细胞孵育时间。看起来很多，其实这就是一个实验。而且都是种的空白板，也就是不加药物，只加细胞和CCK8。

1、种板数：这个要查文献，看你所用细胞别人有无做过，把范围大致找出。记住还要参考说明书，这个很重要。然后稀释一系列浓度种板。首先你要观察多长时间细胞可贴壁完全，一般贴壁生长24小时。然后还有在你的实验时间内，不同细胞数下孔内生长情况。比如我拟定考察4天的时间，那么在4天内，细胞是刚好铺满还是堆积生长？因为每块板都会设置对照孔，也就是含有细胞的培养基+CCK8，这个数值是板上的最大数值，CCK8试验最佳OD 一站式科研技术服务商—武汉金开瑞生物www.xiexiebang.com

值在1.0附近，所以这个最大数值最好能控制在1.0左右。我的实验经验是不要让细胞长满，一旦长满了很难去判断是否堆积生长了，对药物能否顺利进入细胞有影响此为其一，其二生长不均匀易导致孔间OD值数据偏差大，而且OD值也很大。

2、贴壁生长的时间我一般就直接让它贴壁长24h了，这个时间细胞已经贴壁完全，而且这样设置时间对自己安排实验时间也方便。没人愿意大半夜爬起来做实验吧。

3、加药后的孵育时间，我的实验摸了3个时间，24h，48h，72h。然后根据数据的稳定性（RSD）、OD值的范围（1.0左右）这些来选择最好的时间。太长了就没有必要了，细胞呆在孔里几天不换液结果可想而知了。

4、CCK8试剂加入量，说明书中明确写出建议加入量为培养基体积的10%。这里有一个问题：假设我要孔内是200微升的体系，即细胞悬液+药液+CCK8=200微升呢，还是细胞悬液+药液=200微升，cck8不算在体系内呢。关于这一点文献报道不一致。本人最终采用的是后者。

5、cck8试剂加入后孵育时间，随着时间的增加，OD值就会增大。总之原则就是把OD值控制在1.0左右。这里我考察了0.5h、1.0h、2.0h。

再说一下关于种板设置问题。众所周知周围一圈孔因为边缘效应都是不用来做实验的。一般每组样品我会设置6个复孔，得到的OD值去掉最大值与最小值，其余取平均值。我用的是排枪，会省很多力气，但是也会增大组内误差。这个只有通过校正移液枪和选用最适枪头了。

做这个实验我想大家遇到的最大问题应该是数据不稳定，组内数据偏差大。讲了很多怎样摸条件，其实就一个原则，把OD值控制在1.0左右。数据不稳定也只能通过增大样品数，借助数据处理来弥补。还有实验操作一定要仔细小心，尽量平行操作。

补充

突然想起用酶标仪检测的时候还有一些细节问题。比如孔里不能有气泡，如果有气泡，就用吸耳球吹掉，气泡会很影响检测结果。样品板要擦拭干净，当然了，盖子一定要记得拿掉啊Big Smile补充说明：这几天有同学提出了一个问题，这个问题非常好也非常关键：将OD值控制在1.0这个说法是否有依据？

这里我还是想提醒大家一定要认真阅读试剂盒的说明书，试想一个试剂盒的上市并且作为技术手段得到认可需要经过多少试验反复验证。我购买的是同仁化学研究所的CCK8试剂盒，说明书的P7Q23：OD值在什么范围比较合适？答：一般情况下OD值在0.1-2.0都可以，在1.0附近比较好。

再说到自己的实验设计，酶标仪的原理其实和紫外分光光度计是一样的，所以UV上很多减小误差的注意事项在酶标仪上同样受用。这就能够理解为什么不能有气泡，为什么要擦拭干净样品板了。再者熟悉UV原理的同学会了解利用紫外检测有一个最佳检测范围，超过了这个范围，数值就会呈现出不稳定，无规律。（大家可以把自己的数据统计分析看看是不是数值控制在1.0附近更稳定。）而更有甚者就是超出了仪器的检测范围，仪器读数为—。一站式科研技术服务商—武汉金开瑞生物www.xiexiebang.com

我在摸条件的时候，cck8加入2.0h后检测就出现过酶标仪读不出数据的情况。

第五篇：高中生物实验方法总结

1．显微观察法：如“观察细胞有丝分裂”“观察叶绿体和细胞质流动”“用显微镜观察多种多样的细胞”等。

2．观色法：如“生物组织中还原糖、脂肪和蛋白质的鉴定”“观察动物毛色和植物花色的遗传”“DNA和RNA的分布”等。

3．同位素标记法（元素示踪法）：如“噬菌体浸染细菌的实验”“恩格尔曼实验”等。

4．补充法：如用饲喂法研究甲状腺激素，用注射法研究动物胰岛素和生长激素，用移植法研究性激素等。

5．摘除法：如用“阉割法、摘除法研究性激素、甲状腺激素或生长激素的作用”“雌蕊受粉后除去正在发育着的种子”等。

6．杂交法：如植物的杂交、测交实验等。

7．化学分析法：如“番茄对Ca和Si的选择吸收”“叶绿体中色素的提取和分离”等。

8．理论分析法：如“大、小两种草履虫的竞争实验”“植物向性动物的研究”等。

9．模拟实验法：如“渗透作用的实验装置”“分离定律的模拟实验”等。

10．引流法：临时装片中液体的更换，用吸水纸在一侧吸引，于另一侧滴加换进的液体。

11．实验条件的控制方法

⑴增加水中O2：泵入空气或吹气或放入绿色植物；

⑵减少水中O2：容器密封或油膜覆盖或用凉开水；

⑶除去容器中CO2：NaOH溶液、Na2CO3溶液；

⑷除去叶中原有淀粉：置于黑暗环境（饥饿）；

⑸除去叶中叶绿素：酒精水浴加热（酒精脱色）；

⑹除去植物光合作用对呼吸作用的干扰：给植株遮光；

⑺单色光的获得：棱镜色散或透明薄膜滤光；

⑻血液抗疑：加入柠檬酸钠（去掉血液中的Ca2+）；

⑼线粒体提取：细胞匀浆离心；

⑽骨无机盐的除去：HCl溶液；

⑾消除叶片中脱落酸的影响：去除成熟的叶片；

⑿消除植株本身的生长素：去掉生长旺盛的器官或组织（芽、生长点）；

⒀补充植物激素的方法：涂抹、喷洒、用含植物激素的羊毛脂膏或琼脂作载体；

⒁补充动物激素的方法：口服（饲喂）、注射；

⒂阻断植物激素传递：插云母片法。

12．实验结果的显示方法——实验现象的观测指标

⑴光合作用：O2释放量或CO2吸收量或有机物生成量。例：水生植物可依气泡的产生量或产生速率；离体叶片若事先沉入水底可依单位时间内上浮的叶片数目；植物体上的叶片可依指示剂（如碘液）处理后叶片颜色深浅。

⑵呼吸作用：O2吸收量或CO2释放量或有机物消耗量

⑶原子或分子转移途径：同位素标记法或元素示踪法

⑷细胞液浓度大小或植物细胞活性：质壁分离与复原

⑸溶液浓度的大小：U型管+半透膜

⑹甲状腺激素作用：动物耗氧量、发育速度等

⑺生长激素作用：生长速度(体重、体长变化)

⑻胰岛素作用：动物活动状态（是否出现低血糖症状——昏迷）

⑼胰高血糖素作用：尿糖的检测（在尿液中加班氏试剂进行沸水浴，看是否出现砖红色沉淀）

⑽菌量的多少：菌落数、亚甲基蓝褪色程度

⑾生长素作用及浓度高低的显示：可通过去除胚芽鞘后补充生长素后的胚芽生长情况来判断（弯曲、高度）

⑿淀粉：碘液（变蓝色）

⒀还原性糖：斐林试剂/班氏试剂（沸水浴后生成砖红色沉淀）

⒁CO2：Ca(OH)2溶液（澄清石灰水变浑浊)

⒂乳酸：pH试纸

⒃O2：余烬复燃

⒄蛋白质：双缩脲试剂（紫色）

⒅脂肪：苏丹Ⅲ染液(橘黄色）；苏丹Ⅳ染液(红色）

⒆DNA：二苯胺（沸水浴，蓝色）、甲基绿（染色后，呈绿色）

⒇RNA：吡罗红（呈红色）、苔黑酚乙醇溶液