核酸抽提经验及原理五篇范文

第一篇：核酸抽提经验及原理

核酸抽提经验及原理

核酸抽提经验及原理 1：核酸抽提原理 简单地讲，核酸抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。裂解是使样品中的核酸游离在裂解体系中的过程，纯化则是使核酸与裂解体系中的其它成分，如蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。经典的裂解液几乎都含有去污剂(如 SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等)和盐(如Tris、EDTA、NaCl 等)。盐的作用，除了提供一个合适的裂解环境(如 Tris)，还包括抑制样品中的核酸酶在裂解过程中对核酸的破坏(如 EDTA)、维持核酸结构的稳定(如 NaCl)等。去污剂则是通过使蛋白质变性，破坏膜结构及解开与核酸相连接的蛋白质，从而实现核酸游离在裂解体系中。裂解体系中还可能加入蛋白酶；利用蛋白酶将蛋白质消化成小的片段，促进核酸与蛋白质的分开，同时，也便于后面的纯化操作以及获得更纯的核酸。也有直接使用高浓度的蛋白质变性剂(如GIT、GuHCl 等)裂解的，该方法已经成为了 RNA 抽提的主流，却不是基因组 DNA 抽提的主流。最常用的纯化方法，一是PC 抽提 + 醇沉淀，二是介质纯化。第一种方法是利用 PC对裂解体系进行反复抽提以去除蛋白质，实现核酸与蛋白质的分离；再用醇将核酸沉淀下来，实现核酸与盐的分离。第二种方法则是利用某些固项介质，在某些特定的条件下，选择性地吸附核酸，而不吸附蛋白质及盐的特点，实现核酸与蛋白质及盐的分离。高盐沉淀去除蛋白质是第一种纯化方法的一个变体，省略了 PC操作的麻烦。当然，也有不纯化的抽提方法，但是用途多局限于简单的 PCR。其它杂质 – 如多糖、多酚等-的去除，基本上都是在这两种方法的基础上，通过增加一些特别的试剂，或者增加一些额外的步骤来实现的。2：了解你的实验样品 如果你研究某个实验样品，并且要抽提它的核酸，以下的信息一定要先行收集：该样品的核酸含量、酶含量、特殊杂质含量。如果你对样品的特点一无所知，当样品稍微有一点复杂时，抽提核酸的实验就会碰到许多问题。以血液为例，如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右，而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组 DNA，怎么可能成功？失败了又怎么知道原因所在？同时，只有对实验样品有所了解，才能正确选择裂解方法。绝大部分情况下，使用新鲜样品可以获得最好的结果。对一些杂质含量高的样品，如果使用新鲜样品抽提基因组 DNA 是碰到杂质残留过大的问题，可以试一下-20C保存一天后再抽提的对策，可能会有意想不到的效果。样品如果因为某些原因必须先行保存，也要先简化一下样品：血液最好只保存有核细胞；将样品分割后保存，避免反复冻融。如果实验室不具备合适的保存条件，将样品先裂解后再保存，是一个不错的选择。3：裂解方法的评价 含蛋白酶的裂解方法，可以认为是抽提基因组 DNA 的首选。裂解包括膜蛋白的游离和与基因组 DNA相连接的蛋白质的游离。蛋白酶的作用是使蛋白质变小，故而对蛋白质的游离有巨大的促进作用；同时，巨大的基因组 DNA是很容易“缠”住大分子的东西的，蛋白质被蛋白酶消化变小后，则不容易被基因组 DNA“缠”住，有利于蛋白质在纯化操作中的去除，使最终获得的基因组 DNA 的纯度更高。另外一个思路是，如果基因组 DNA 与蛋白质“缠”在一起，在纯化的过程中有两种可能：如果基因组 DNA 的特性占优势，则纯化时以 DNA的形式被保留下来，导致蛋白质的残留；如果蛋白质的特性占优势，则纯化时以蛋白质的形式被去除，导致 DNA 的损失。有些样品，如肌肉，即使是RNA 抽提，也强烈建议使用含蛋白酶的裂解液(或者在操作中的某个时候使用蛋白酶消化蛋白质)，原因在于这些样品中的蛋白质，是非常难以去除的。该方法是获得最大得率和最高纯度的基础。不使用蛋白酶的去污剂裂解方法，仍然在细胞基因组 DNA抽提方面有优势，尤其是当得率和纯度要求不是最高，而经济性及操作简单很重要时。控制好裂解液/样品的比例是该方法成功的关键。该方法结合高盐沉淀，可以实现最简单的操作，但纯度及得率的稳定性可能会比用 PC 抽提的差一些。高浓度蛋白质变性剂(如 GIT、GuHCl 等)的裂解方法，是抽提 RNA 的首选。总 RNA 的抽提，最重要的是快速裂解细胞膜，至于与基因组 DNA 相连接的蛋白质的裂解以及基因组与蛋白质“缠”住的问题，因为都不会对以后的纯化产生大的影响，可以不考虑。高浓度蛋白质变性剂能快速破坏细胞膜，进而迅速抑制住细胞内的 RNA酶，从而确保了 RNA 的完整性。除了极少量不适用该方法的样品 – 主要是植物，其它绝大部分样品的 RNA的抽提，都可以以高浓度的蛋白质变性剂为基础的。该方法也可用于基因组 DNA 抽提，非常快速简单，但纯度不是很高。含 CTAB的裂解液，几乎成为富含多糖的样品，如细菌、植物的基因组 DNA 抽提的首选裂解方法。该方法成功与否与两个因素有关：一是 CTAB的质量，二是洗涤的彻底程度。CTAB 的质量对裂解效率有很大的影响，而且，似乎还说不清楚原因，因为即使是同一公司生产的纯度一样的CTAB，批号不同，效果就可能差别很大。洗涤去除 CTAB 要比其它的盐难一些，同时，CTAB的少量残留也会对酶活性有巨大影响，所以洗涤是否彻底也是该方法成功与否的关键。裂解时的温度，多使用65C；但

如果发现降解严重或者得率太低，可以试一下 37C – 45C 这个相对低温的区域。SDS碱裂解法是质粒抽提的首选裂解方法，具有快速、得率高、几乎无基因组 DNA污染的特点。控制好裂解液/菌体的比例和操作的温和是该方法成功的关键。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些，所以，加入溶液 III 后在 4C静置一段时间以及采用 4C 离心去蛋白质，都可以提高质量。该方法不一定要使用 PC 纯化，但结合 PC 纯化，可以获得纯度很高的质粒。RNA的去除可以靠在溶液 I 中加入 RNase A(100ug/ml)或者在最后的溶解液中加入 RNase A(25 ug/ml)来实现。总的感觉是，在溶液 I 中使用 RNase A，RNA 的残留少一些。不过，经典沉淀几乎没有办法彻底去除 RNA 残留。另外，对大质粒(50 kb 以上)，该方法可能会有问题。PCR模板的简易裂解方法，也是使用面很广的一类方法。该方法的特点是无须纯化，样品被裂解后即可直接取裂解液用于PCR，非常快速。也正因为不纯化，所以，假阴性(即没有扩增出来的阳性)比例也比较高。该方法最简单的裂解液就是水，复杂一点的就会含有一些不会抑制后续的 PCR 反应，而且能提高裂解效率，甚至还可能部分消除样品内抑制PCR 反应杂质的东西，如 Triton X-100、甲酰胺等。再复杂一点的就会含有诸如 Chelex 100之类的能吸附部分杂质的介质。操作也非常简单，多使用温度的变化来实现样品的裂解，如煮沸、或者高温-低温的多次循环等。该方法最适合从一大堆样品中找出阳性样品，但却不适合用于判断某一个样品是阳性还是阴性。降低样品使用量可以提高阳性率，因为样品量的降低，同时意味着 PCR 的抑制物量的降低。选择了合适的裂解液，下一步就是要控制好样品与裂解液的比例。这个问题非常重要，但却没有获得足够的重视。严肃的参考资料，都应该会提供一个简单的比例，如1ml 裂解液可以用于 T mg 组织或者 C个细胞；我的建议是，你的样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大，并没有具体的说法。如果不是样品量有限，则以能抽提出满足数次成功实验所需的核酸量，作为决定样品起始量的基础，会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品，就一定使用 100mg样品。裂解液的用量，表面上与抽提的结果(纯度及得率)没有关系，然而，在实际操作中，对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是：确保能彻底裂解样品，同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低，将导致沉淀效率低，影响得率；浓度过高，去除杂质的过程复杂且不彻底，导致纯度下降。另外，裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的，而不是以核酸含量为基准，这一点务必牢记。4：纯化方法评价 PC 抽提/醇沉淀方法，是一个永不过时的方法。稳定、可靠、经济、方便。PC抽提可以彻底去除蛋白质，醇沉淀可以去除盐，对于一般的干净的样品(杂质为蛋白质)，该方法完全可以获得高质量的核酸。虽然每次 PC抽提都会损失一部分核酸(因为不可能将水相全部移取)，以及低浓度核酸的醇沉淀效率低，但这些问题都可以靠操作的调整而得以解决或者减少影响。该方法的最大的问题是不适合大规模抽提。PC抽提是去除蛋白质的一个非常有效的手段。苯酚能使蛋白质变性，变性后的蛋白质从水相中被析出，处于苯酚中或者苯酚/水相之间。PC抽提的关键是，一要混匀彻底，二要用量足够。彻底混匀，才能确保苯酚与蛋白质的充分接触，使蛋白质完全变性。许多人总是担心混匀的剧烈程度是否会对核酸，尤其是基因组 DNA 造成破坏，实际上大可不必如此小心。剧烈的混匀操作，是会部分打断大分子的基因组 DNA，但该破坏作用不会强烈到 DNA变成 10kb 以内的小片段。手剧烈晃动混匀后，基因组 DNA 的片段，大部分会大于 20kb，这个大小，除了一些特别的要求外，对 PCR和酶切，都是完全适用的。如果要求的片段非常大，如构建文库用，则不能使用剧烈的混匀方法，而只能来回温和颠倒混匀 –此时的关键是：裂解液的比例要足够大，使体系不要太粘稠。用量要足够，是因为苯酚去除蛋白质是有一定的饱和度的。超过了该饱和度，裂解体系中的蛋白质不会被一次去除，必须靠多次抽提，方可彻底去除。另外，体系太粘稠的坏处是，蛋白质难以彻底去除，以及基因组 DNA会断裂得更厉害，所以要注意裂解液与样品的比例。4C 离心操作有利于更彻底去除蛋白质。PC 抽提的另外一个用途是，利用酸性酚可以部分去除 DNA的特点，在 RNA 抽提时获得 DNA 残留极少的 RNA。不过有一点要提醒的是，有些植物样品，在去除某些杂质之前，是不能使用 PC抽提的，否则核酸必定降解。高盐沉淀蛋白质/醇沉淀方法，同样也是一个非常不错的方法。与 PC抽提方法相比，除了纯度的稳定性可能要低一点外，该方法几乎克服了 PC抽提的所有缺点。更快、更轻松去除蛋白质所伴随的好处是，可以用于大规模抽提，不足是纯度(蛋白质残留)不够稳定。蛋白质的沉淀效率在 4C会更好一些。介质纯化方法，是一个越来越受到重视的方法。其最大特点是非常适合大规模核酸抽提，并且因为受人为操作因素影响小，纯度的稳定性很高(虽然纯度不一定比PC纯化方法更高)。其致命弱点是样品过量。介质可以分为两大类，一类是柱式的，即介质被预先装填在下面是通的柱子里；另外一类则是颗粒状(如Glassmilk、磁性小珠等)。颗粒状的介质的纯化操作与经典的醇沉淀

差别不大，都是通过数次的加液-倒液过程，干燥后，溶解即可获得纯化好的核酸。柱式纯化的操作虽然也是有加液-倒液过程，但因为加入的液体通过离心后会进入另外一个离心管中，与含有核酸的柱子完全是分开的，所以洗涤更彻底，操作更省力(不用操心将核酸倒掉了，或者液体的残留)。不过，介质纯化方法的成本是最高的。5：醇的沉淀 醇的沉淀，目的是使核酸从裂解体系中沉淀下来，从而实现核酸与其它杂质 – 主要是盐 –的分离。实际操作中，许多杂质也会与核酸一起被醇沉淀下来，尤其是当其它杂质的浓度也比较高的时候。醇的沉淀并不是非常特异性的，任何有机大分子及一些盐，当浓度达到一定水平后，都可能同步被沉淀下来。就核酸而言，标准的醇沉淀要求有一定的盐及某一比例的醇用量，但这决不是说这些盐是必不可少的或者醇的比例是不可更改的。实际操作中不难发现，当裂解体系中核酸的浓度达到一定水平后，即使体系中不含教科书中建议的盐，单独使用醇也可以使核酸沉淀下来；或者含有盐，使用低比例的醇也可以使核酸沉淀下来(当然，得率可能会降低)。知道这一点的意义在于：不要迷信标准方法的唯一性；相反，当使用标准方法碰到问题 – 主要是纯度问题 –时，完全可以通过调整沉淀条件来改善。最有参考价值的是 TRIzol提供的一个沉淀方案：一半异丙醇加一半高盐溶液替代纯粹的异丙醇，可以大大降低多糖残留。另外一个问题就是，要坚信核酸的醇沉淀过程同样也是其它杂质的沉淀过程；调整醇沉淀的条件，虽然会降低核酸的得率，但因为可以大大提高纯度。如果核酸抽提的起始样品是比较“脏”的，原则上不要使用低温沉淀。低温沉淀能提高沉淀效率：当核酸浓度很低时，效果明显；当核酸浓度比较高时，效果不明显，但却会导致杂质的大大增加。醇沉淀使用异丙醇还是乙醇，我没有发现这二者对质量有大的影响，虽然许多人“发现”乙醇沉淀的核酸纯度更高。异丙醇沉淀的核酸比较紧凑，帖壁紧，颜色不是很白；乙醇沉淀的核酸比较蓬松，容易从壁上移动，颜色比较白。这是现象，提示结论：异丙醇沉淀的核酸不容易丢掉，但比较难洗涤。结合丢失和洗涤两个方面综合考虑，则建议：少量核酸用异丙醇沉淀(量少，洗涤不是问题，不丢失为先)，大量核酸用乙醇沉淀(量大，丢失不是问题，洗涤方便为先)。至于异丙醇沉淀更容易沉淀下盐的说法，我没有碰到过(我几乎不使用低温沉淀，难道低温沉淀比较容易出现盐沉淀？)；我更觉得出现该现象的原因就在洗涤的不彻底。当然，也不要忘记异丙醇沉淀的最大优点是体积小，可以使绝大部分的小量抽提操作在 1.5ml离心管内完成。但由于其沉淀物很紧凑，洗涤时其中心部分不容易被洗涤到，所以，洗涤异丙醇沉淀的核酸的关键是：一定要使沉淀悬浮起来，一定要放置一段时间使沉淀最终变成蓬松的白色。如果再洗涤一次，质量决不会有问题的。PEG、LiCl、CTAB 都可以用于核酸沉淀。虽然它们远没有醇沉淀的高使用频率，但却各有特点。LiCl 可以沉淀 RNA 以去除 DNA，CTAB 可以从含多糖的裂解体系中将核酸沉淀下来。PEG 是沉淀病毒颗粒的方便手段。6：洗涤 洗涤首先一定要将沉淀悬浮起来；第二就是要有一定的时间，尤其是当核酸沉淀比较大时(使核酸沉淀最终蓬松)；第三是少量多次；第四则是去上清要彻底。教科书中的操作基本上都是“倒掉上清后倒置在吸水纸上片刻”，这一描述本身没有问题，且十分方便，但因为他来自国外，自然就有了“水土不服”的问题。如果离心管是经过硅化的，因为液体几乎不挂壁，所以上清可以去除得非常彻底；好的管子，即使没有经过硅化，残留量也非常少，也没有什么问题；差的管子，液体的挂壁非常可观，其残留量多到会影响后续的实验。唯一不受管子质量影响的操作，就是倒掉液体后再短暂离心，将残液用移液器吸出。一定要牢记的是，残液中都含有上一步操作中的杂质，其残留量与混匀程度、核酸沉淀的大小都有关。挥发时去掉的是乙醇，杂质是不会被挥发去除的。另外，核酸沉淀的大小及裂解液的裂解能力也决定了洗涤的强度。沉淀越大，裂解液的裂解能力越强，洗涤越要彻底：放置时间相对要长一点，洗涤次数也要考虑增加。最关键的，洗涤一定要用室温的 75% 乙醇。7：核酸的溶解和保存 纯化后的核酸，最后多使用水或者低浓度缓冲液溶解；其中 RNA 以水为主，DNA 则多以弱碱性的 Tris 或者 TE 溶解。经典的 DNA溶解方法多提倡使用 TE 溶解，认为 EDTA 可以减少 DNA 被可能残留下来的 DNase 降解的风险；如果操作过程控制得当，DNase的残留几乎是可以忽略的，完全可以直接使用 Tris 或者水(pH 接近7)溶解 DNA。基本上，核酸在保存中的稳定性，与温度成反比，与浓度成正比。虽然也有部分实验人员发现，-20C 保存的 DNA 比-70C 保存的稳定，我却宁可认为这是个例。如果温度合适，保存中核酸发生降解或者消失，首要原因是酶残留导致的酶解，第二个原因则是保存核酸溶液的 pH 值不合适

导致的水解(RNA在弱酸性更稳定，而 DNA 在弱碱性更合适)。还有一个不为人重视的，就是 EP管对核酸的影响。首先一定要坚信一点，那就是核酸一定会与装它的容器的接触面发生反应，达到某种均衡。EP管的材质，首先可能吸附核酸，其次还可以诱导核酸的结构发生某些变化，如变性。在核酸的浓度比较高时，这个现象可能观察不到；当核酸浓度很低时，则比较明显了。在低浓度的核酸中加入 Geletin,Glycogen,BSA 可以稳定核酸，虽然已经为实验所证明，但许多实验人员并没有将该建议当回事。现在制造 EP 管的材料远多于过去。这些新出现的材料，在强度、透明度等物理特征方面可能比原来的纯 PP材质要好许多，但其化学特征，尤其是对核酸稳定性的可能影响，远没有研究透彻。正如现在的质粒可以改造得越来越适用某些要求一样，其负面产物可能是，抽提的质粒电泳的构型越来越多：除了原来的三种带型外，还可能出现 denatured cc、multimeric forms of cc 等等带型。8：核酸质量的检测问题 将抽提好的核酸直接用于后续的实验，是唯一可靠的检测方法；除此之外的检测方法，都是相对的，而且并不十分可信。目前用于正式实验前检测核酸质量的方法，一是电泳，二是紫外分光光度仪。电泳检测的主要是核酸的完整性和大小，只要核酸不是太小或者太大(超出电泳分离范围)，该方法还是非常可信的；电泳还可以用于估计核酸的浓度，但其准确度与经验有关；另外，电泳也可能提供某些杂质污染的信息，但是同样与经验有关。紫外分光光度仪检测的是纯度和核酸含量，然而，由于紫外分光光度仪不能确保非常准确，而该仪器的灵敏度又非常高，所以，提供的结果并不十分可信。一般讲，同时进行紫外和电泳检测，综合二者的结果，可以做出一个更合理的判断。但由于这两个方法都有缺陷，所以，即使出现坏的结果能用于后续实验而好的结果却不能用于后续实验，也不用大惊小怪。关于紫外分光光度仪的检测。首先，不要使用不能选择波长的仪器；使用那些已经固定了波长的仪器，大概可以算是你梦魇的开始。(没有信息是可怕的，更可怕的是将错误的信息当真。)其次，一定要经常调较仪器；调较可以使用非常纯的自备核酸，也可以使用苯酚(后者是我目前每次都使用的方法，非常简单；具体道理可以见我以前的帖。)最后，要记住读数 A230 : A260 : A280 = 1 : 2(DNA 为 1.8): 1为理论上的数据，实际测定时会有一些差别；但如果差别太大，就有问题了。有两个值得商榷的观点：如果 A260/A230 > 2就是纯的，如果 A260/A280 > 2.3 就是核酸降解。A260/A230 如果比 2.0 大许多，一定是有杂质残留的(具体是什么杂质我不知道)。如果核酸抽提好后立即就测定，A260/A280 > 2.3 决不提示核酸降解，原因是：那些能导致A260/A280 > 2.3 的核酸片段非常小，常规的沉淀是不可能将它们沉淀下来的；更可能的原因是：你仪器提供的 A260/A280实际是 A262/A282 甚至 A264/A284 的值。纯的核酸的吸光值，在 A230 是谷底，在 A260 是峰顶，在 A280则正好是半山坡。根据曲线在底和顶的斜率最小，在半山坡的斜率最大的特点，不难得出如下结论：A230 和 A260的读数受仪器准确性的影响比较小，而 A280 受仪器准确性的影响比较大。建议先电泳检测，再用紫外分光光度仪检测。电泳后，可以看到哪些样品根本就不能用(如降解太厉害)，以及核酸的大致浓度，这样就为紫外分光光度仪的检测提供了一个参考(降解的不必要测了，要测的该取多少量等)。9：问题解答 A 抽提过程中的现象及可能的原因 I：核酸不溶解或者难溶解 – 蛋白质残留(虽然目前更多的资料强调的是过分干燥所致。)。75%乙醇洗涤后，如果是空气干燥，几乎不可能过分干燥的，尤其是在南方潮湿的地方。佐证实验：撕取少量 Merck 的丝状CT DNA到一个离心管中，加入无水乙醇；10 分钟后彻底去除乙醇；待乙醇完全挥发后，加入 TE，10 分钟后溶液就非常均匀而粘稠了。II：使用异丙醇沉淀核酸，沉淀为白色 – 多糖残留。III：核酸溶解后为乳白色 – 多糖残留。IV：75% 乙醇洗涤异丙醇沉淀的核酸时，沉淀变大了 – 见 10-III。B 紫外检测 I：A260/A280 比值低 – 蛋白质残留。但如果操作过程中使用了苯酚，则更可能是苯酚残留。II：A260 值提示的含量与电泳检测时提示的含量有可见的误差 – 苯酚残留。C 电泳中的现象及可能的原因 I：加样孔有荧光 – 首先一定有 DNA 的滞留；其次多含蛋白质残留；如果是比较特殊的样品，其杂质也可能导致荧光。蛋白质几乎不会被 EB染色，能出现荧光，则一定含有核酸。非常巨大的基因组DNA(>50kb)，如果使用普通的琼脂糖电泳，往往不能电泳出孔，单独就可能滞留在加样孔中产生荧光。更多的时候，是比较大的 DNA与残留的蛋白质结合后，电泳不能出孔

而在孔中产生荧光。酶反应产物，如果没有经过纯化去除酶，也非常容易在孔中出现荧光，其原因是酶与核酸几乎都有比较强的结合能力(基因组 DNA 的PCR产物电泳往往在孔中都有荧光，而且荧光强度与体系的特异性成反比。)。如果是植物样品，还可能由其它杂质残留引起。我的经验是：蛋白残留的荧光有点发闷，其它杂质残留亮得很刺眼，且薄得锐利。II：总 RNA 非变性电泳显示过多的条带 – 根本就不是问题。III：总 RNA 非变性电泳显示 28S 不如 18S 亮，但条带清晰无弥散 – 多提示 28S 没有被 EB 饱和。RNA 残留多时，基因组 DNA 的电泳也会有相似现象。简单的补染可以解决此问题。再次电泳时，或者降低上样量，或者增加胶中 EB 的量。D 降解的现象、原因及对策 降解的现象，如果抛开问题电泳所致，可以简单总结如下：主带不再突出，向小片段方向发生弥散，亮度比较均衡地衰减。如果同时还伴随下列的一个或者多个现象，则需要更进一步的检测：加样孔非常的亮、弥散发生在主条带位置的上下两个方向、从加样孔即开始发生弥散。以现在的裂解液的裂解能力而言，降解的发生主要是在彻底匀浆之前，只有极少量由不干净的溶解液导致。以总 RNA 抽提为例，本站就有帖总结为：总RNA 的质量由高到低依次为悬浮细胞、贴壁细胞、组织(此处的质量不仅指纯度，也指完整性才对)。彻底裂解悬浮细胞的时间最短，彻底裂解组织的时间最长，这就是降解多发生在彻底匀浆之前的一个佐证。再看一看新鲜样品和冷冻保存样品，非常严格的冷冻保存和匀浆操作的确可以确保冷冻样品的核酸的质量；但是，有许多实验室并不具备严格的保存手段，实验人员的操作也并非完美，其结果就是核酸的降解。RNA 抽提受的影响因素太多，就以基因组 DNA 的抽提为例看一看吧。假定消化使用的是含蛋白酶 K的溶液，无论你使用的是新鲜样品还是冷冻保存样品，如果混匀彻底，可以预期的降解为：细胞 – 不应该降解，碾碎的组织 – 不应该降解，大块组织(包括鼠尾)–部分降解。如果电泳发现新鲜的细胞和碾碎的新鲜组织发生了降解现象，该现象是假象；如果电泳发现冷冻的细胞和碾碎的冷冻组织发生了降解现象，该现象不是假象，就是样品在保存中已经降解了。说得更极端一点，即使蛋白酶 K 失活了，消化试剂的裂解能力也足以保证细胞的基因组 DNA在抽提过程中间不被降解。减少或者杜绝核酸降解，一定要将重点放在样品被彻底匀浆之前。样品的保存在前面已经说过了，不重复。其次就是要缩短样品从脱离原来的生存环境或者低温到被彻底匀浆之间的时间。E 后续酶反应失败 资料书中连篇累牍的原因我就不说了，因为都对。我相信因为大家首先相信的就是它们，所以碰到问题首先一定会从那些方面着手。如果三次实验后，问题还没有解决，那么 90%的可能在于洗涤方式的不严格导致的小分子物的残留。小分子物像刀，可以陆续“杀”死很多酶；大分子物如蛋白质，像绳子，只能“捆住”一个目的核酸或者酶。更严格的洗涤可以解决该问题。F 蛋白质是如何残留的 PC 纯化：a-取上清时取到中间层及下层；b-PC 用量不足；c-混匀不彻底；d-溶解于上清中的少量 PC 中含有的蛋白质。高盐沉淀：a-取上清时取到了蛋白沉淀；b-裂解不彻底；c-裂解液用量不足，使裂解体系太粘稠；d-溶解度问题(可以使用低温沉淀加以改善)。介质：a-裂解不彻底；b-裂解体系太粘稠。G 小分子物质(苯酚、盐)是如何残留的 醇沉淀：洗涤不彻底。其原因与管子、操作手法等有关。介质：颗粒状介质的原因与醇沉淀相同。柱式的几乎都是柱子设计上的缺陷所致，极少数由操作者未严格按要求操作所致。10：某些我使用的操作手法 实验做多了，的确希望能偷点懒；偷懒也有讲究，否则就是偷鸡不成失把米。下面就是一些在确保抽提成功前提下的通用操作方法；有些看起来很麻烦，但请想一想抽提失败后的再次抽提，应该是可以算偷懒的方法了： I：混匀操作(1.5ml 离心管内)– 如果液体体积在 100ul 以内，用指头弹击尖底混匀；在100-400ul 之间，用振荡器混匀；大于400ul，用手晃动混匀：晃动时使离心管底永远处于斜上位置，频率要快。II：PC 抽提时上清的移取 – 离心管倾斜，根据上清的量选择不超过 200ul 的移液器，在外面先压下移液器，再将 tip 移入上清。Tip 要尽可能靠近液面，tip 的尖嘴接触内壁，缓缓松手吸取上清。可多次移取，但决不要使用 1ml 移液器。III：核酸的洗涤 – 核酸沉淀后离心，将上清倒掉。如果核酸是来源于杂质比较多的样品(如植物、动物肝脏、细菌等)，则在加入 75%乙醇之前，再将离心管短暂离心后，用移液器将残留液体彻底吸出，否则，75% 的乙醇非常容易将残留液体中的多糖等杂质给沉淀下来。移取 75%乙醇使用一次性的塑料吸管，加入后将核酸彻底悬浮起来，置于室温一段时间(时间长短取决于

沉淀大小)，期间多混匀几次。如果去除 75%乙醇的操作是“离心后倒掉再短暂离心后吸出残留液体”，则洗涤 2 次；如果去除 75% 乙醇的操作是“离心后倒掉”，则洗涤 3次，但最后一次仍然采用“离心后倒掉再短暂离心后吸出残留液体”。这样洗涤的目的，是确保小分子物的残留低于 10 万分之一(最大残留不高于10uM 级)。11：一些特别的问题 a：EP 管的问题 几乎没有人会认为 EP 管的质量会与核酸抽提的操作有关，与某些现象(如核酸在-20C 保存一天后发生了降解)有关系，但事实是，EP 管的质量的确与核酸抽提的质量以及核酸保存时的稳定性有关。硅化可以提供最高质量的 EP 管，使某些奇怪的现象消失或者大大减轻。最糟糕的 EP 管对液体有较强的吸附力，在倾倒液体时残留多，核酸在管中保存的过程中会发生变性。这样的管子是很有市场的，因为便宜；而正因为便宜，其材料总是不令人放心的。我个人认为，只有硅化过的 EP 管，才可能按照标准操作获得满意的结果。否则，某些操作步骤必须调整，才可以获得稳定的质量。b：核酸抽提中的温度问题 核酸抽提中的温度问题，也是一个值得关注的问题。首先要明确的一点是，任何一个温度条件，对某些方面有利，同时也一定会有不利的一面。如沉淀，低温操作会提高得率，但也会增加杂质的残留。任何一步操作该用什么温度为好，应该是利弊权衡的结果。基本上，除了一些特殊的步骤，如消化等外，用室温是最好的选择。那些认为“低温操作可以防止或者减少降解”之类的理由，并没有多少可操作性的。低温的确可以减低酶的活性，但低温同时也降低了这些酶被裂解液中的试剂灭活或者抑制的速度，此消彼长，没有办法给出结论的。就 RNA 抽提而言，彻底匀浆前在冰上操作可以降低 RNA 被降低的风险，彻底匀浆后的温度对RNA 的完整性影响已经不会大的；如果发现影响很大，说明 RNase没有被裂解液有效抑制，提示裂解液的用量不足。更没有道理的是认为低温沉淀和低温洗涤可以防止降解了。事实上，核酸一旦被沉淀下来，对酶的耐受力是很强的，这就是核酸保存在醇溶液中最稳定的理论基础。如果说沉淀使用低温还可以提高得率，洗涤使用低温又是为什么？彻底的错误而已。c：如何阅读操作手册 拿到操作手册后，要倒着阅读：先阅读问题解答，再看操作步骤下面的说明，再看操作步骤。问题解答是别人在使用过程中曾经碰到过的问题集锦，操作步骤下面的说明是商家的警告。没有一个商家会将他的操作步骤写得非常复杂，因为这是满足使用人员习惯的结果。一句话，PS 和 By the Way之类的话中含有真正的有用素材。12：延伸的思考 a：标准化的概念 所谓的标准化，指的是一套程序，确保不同的人能获得质量接近的产物的程序。标准化并不是以获得最高质量为目标，而是以稳定为目标。标准化的核心是质控。事实上，核酸抽提的每一步操作，都有一个核心；重要的是找到可观察的指标或者现象作为参考，从而确保实验的成功。如悬浮的核心是没有块状物的存在，彻底消化的核心是没有块状物的存在，PC 抽提的核心是混匀-两相成为乳状，取上清的核心是用小一点的移液器移取液体，吸取时 Tip的尖头尽可能接近液面，吸取速度要慢，并且要留下 1mm以上的液体不要再吸。去上清的核心是先倒空，再短暂离心将残留液体离到管低，用移液器彻底移出。洗涤的核心是彻底悬浮沉淀，并且要放置一段时间(时间长短与沉淀大小有关)使沉淀内部也能被洗涤到。按这样的方法抽提的核酸，其质量是非常稳定的。柱离心式实际上就是非常标准化的核酸沉淀与洗涤的操作。一般而言，如果严格按照操作步骤去做了，柱式操作出问题，系统性的与试剂盒有关，偶然性的与操作有关。这一点，应该是可以理解的。一个方法，其标准化程度越高，其稳定性就越好。步骤越少，标准化就越容易。产品的开发也要以高标准化程度为目标。b：QC 的概念 QC(质控)概念远没有 QT(质检)概念深入人心。最高境界的产品追求的是免检，或者是Trouble-free。另外，现在的许多产品也是不允许 QT 的(因为是一次性的)，因此就只能靠 QC 来保证质量了。QC是将精力集中在过程中：原料、操作等。只要严格按照标准去做，最终的结果就有保证。事实上，很多实验人员是不做检测而直接将抽提好的核酸用于后续实验的；他们之所以可以这么做，是因为他们有意无意之中非常的注意 QC。也有不少人，尤其是新手，Pay no attention toQC，只知道最后的 QT。一旦发现问题，就去逆推原因；但因为过程中所出现的现象根本就没有注意，几乎不可能准确找出真正的原因的。如果 QC做得好，最后的 QT 是否全部做/部分做/完全不做，取决于时间、经验、后续实验的成本等因素。

c：其它 核酸抽提的每一步操作，都是利弊权衡的结果。消化要彻底，时间就会长；PC抽提时多取上清，得率会提高，但增加了蛋白质污染的风险；沉淀使用低温且延长时间，得率会提高，但增加了杂质污染的风险 …不足详列。总之，核酸抽提是艺术，可以根据自己的样品及当时的情况，对操作步骤进行适当的优化。d：实验的思维 核酸抽提的成功，就是每一步都没有失败。这不是玩文字游戏，而是告诉你做实验的良好思维。就如同小学基础没有打好，早晚会发现大问题一样，做实验决不要以成功为喜悦，以失败为痛苦。要保证实验成功，绝对不能有“这个操作应该没有问题”，“用这个可能不会有问题”之类的侥幸心理。去掉任何一个可能使实验失败的因素，这才是实验该有的出发点。用这样的出发点，实验几乎没有不成功的，所以说，实验成功没有什么快乐；实验的快乐来自于：发现自认为不会导致失败的某因素实际会导致实验的失败。学到了这样的知识，才有快乐的理由。e：EB 在 NA 抽提中的运用 EB 在 NA抽提中的应用，用于电泳，人皆尽知；用于 gDNA 抽提时提高蛋白质与 gDNA 的分离效率，却似乎没有人再考虑了，因为大家都怕使用 EB。在NA 抽提中涉及到 EB 的另外一大类，就是胶回收操作了；EB 在胶回收中扮演的角色，就不完全是正面的。如果 NA 与 EB充分接触，EB 就会以每隔数个碱基的频率均匀地插入 NA 之中。EB的这种插入，无疑更可能破坏核酸双链的稳定性，使核酸由双链变成单链的压力增加。如果核酸比较短，而错配又多(错配的后果之一也是核酸容易由双链变成单链)，EB 的插入将更容易导致变性的出现。这个观点有如下的实验报告佐证：有相当部分的 PCR产物胶回收实验，都报告说回收后的电泳结果是：目的条带变淡或者消失，同时出现了一条小的原来不存在的条带。坛中曾有文描述他做胶回收的程序：两边加 Marker，中间加产物；电泳过程不含 EB。电泳结束后，纵向割下 Marker 条带用 EB染色后，放回胶原来的位置。开紫外，根据 Marker的位置割下目的条带，再回收。这是个笨办法，但这样使用的人一定是聪明人。如果这个办法仍然不能消除变性，则只能使用高保真的酶了。f：蛋白质残留的影响问题(探讨，没有证据)一直对蛋白质残留不抱好感，却也没有将它看成威力无比。本节考虑的是蛋白质对酶反应的影响问题，为方便表述，我将残留的蛋白质分成同源的(与核酸或者酶有同一或者相似的来源，如细菌)和异源的(与核酸或者酶没有同一或者相似的来源)两种。先看异源蛋白质的影响：内切酶几乎都在保存液中添加有 500ug/ml 的 BSA，BSA 是改善 PCR 结果的一个选项，BSA是稳定低浓度核酸的一个选项。几乎都是正面的。可以看到，异源蛋白质对酶反应没有抑制作用，甚至还有促进作用(虽然都是以 BSA 为例)。再看同源蛋白质的影响：AMBION 公司有一个非常有特点的产品 “Cells-to-cDNA Kit”。细胞裂解后不去除蛋白质就直接用于RT-PCR。该例子应该可以说明，与核酸同源的蛋白质的残留对 RT-PCR不一定有影响。另外一个例子是质粒的酶切。质粒酶切是比较容易出现一些靠 PC 纯化一次就可以解决的问题的；因为 PC纯化基本上就是去除蛋白质，所以可以认为质粒抽提中残留的蛋白质对酶切是有巨大影响的。各位看官是否注意到这两个例子的最大区别在什么地方？区别在于残留的蛋白质究竟是与核酸同源还是与蛋白质同源。事实是，质粒抽提中残留的蛋白质是宿主菌的(Ecoli或者其它)，与质粒并不同源；而内切酶却是来自于 Ecoli 或者其表弟表妹的，与宿主菌的蛋白质同源性是非常高才对。还有一个现象：EcoR I的 Star Activity 是最明显的，其它来源于 Ecoli 的酶的该活性也不差，这是为什么？ 写到这，我头有点痛了，因为我没有办法证明；就是有人提供了证明，我暂时也看不到用途。毕竟，酶反应不是受单一因素影响的。如果说该思考有什么现实意义，那就是：残留蛋白质的危害可能被夸大；许多实验在重复失败，只是因为你抓住的嫌疑犯不是真凶。更大胆的假设是：BSA 可以用于某些核酸抽提，以更彻底去除与酶同源的蛋白质残留。g：无介质的核酸抽提裂解液(不含苯酚)的展望(供核酸抽提产品生产商及潜在的生产商参考)经典的醇沉淀和洗涤，在无介质核酸抽提技术中，几乎是不可或缺的，尽管微调可以带来一些意想不到的效果。能展望的，也只有裂解液了。现在的裂解液，都没有同步去除蛋白质的功能；蛋白质的去除，或者靠裂解后再加入苯酚抽提去除蛋白质，或者靠加入高盐溶液去除蛋白质，效果也不错。能做的改进，看起来也就只有配制出这样一种裂解液：裂解效率高(得率的保证)，同时蛋白质可以靠离心去除(操作简化了)。简单地讲，下面提供的是目前可以想象的结合有高得率、高纯度、操作最简单诸多特点的操作步骤(以细胞为例。组织捣碎后也适用)： 在样品中加入裂解液，混匀后，静置使裂解彻底。高速离心后，蛋白质沉淀在离心管的底部，上清则为核酸。将上清转移到预

先已经加入了醇的离心管中，轻轻混匀后，用一个小钩捞出大的絮状沉淀(以DNA 为主)到另外一个离心管中；捞不起来的(主要是 RNA)用离心沉底。分别洗涤蛋白质沉淀，DNA絮状沉淀和 RNA 离心的沉淀，再分别溶解，就可以同步获得 DNA/RNA/蛋白质了。h：醇沉淀的语言 Flash – 从低浓度核酸沉淀条件的改变看核酸是如何形成沉淀的 核酸醇沉淀的原理，按照分子克隆中的描述，是用阳离子中和了磷酸根的负电荷后，核酸“无性”结合才能沉淀下来。低浓度核酸沉淀的条件一般要做如下改变：使用长时间的低温、使用更高比例的醇、使用 tRNA 之类的东西。下面就用 Flash 语言的特点，描述一下“无性”的核酸是如何结合的。溶液中的单个核酸，虽然是“无性”的，对其它的核酸，仍然是有引力的(大小与距离相关)；同时，核酸分子受到的另外一个力，来自分子运动。在一般情况下，核酸之间的引力比分子运动产生的力小许多；只有当核酸之间的距离足够近时，引力才能克服分子运动产生的力，使两个核酸结合到一起。结合在一起的两个核酸又共同对其它的核酸产生引力(该引力比单个核酸的要大)，结合上更多的核酸 … 最终沉淀下来了。低温和更高浓度的醇都有利于降低分子运动产生的力，tRNA能提高总核酸浓度进而通过与目的核酸的结合提高了目的核酸之间的引力，所以低浓度核酸的沉淀条件如上。至于 2价镁离子有利于低浓度核酸的沉淀原因，可能是镁离子要被同一核酸分子的两个磷酸根结合，这种结合的结果是核酸分子变得更立体了（团状）：引力越集中，对外就越大。i：从柱离心式产品的流行看经典方法的缺点（或者操作重点）柱式方法的风行是无法否定的现实。下面通过柱式方法与经典方法的比较，看一看如何注意经典方法的操作重点。裂解，二者几乎没有任何区别。去蛋白质，柱式靠的是柱材料对蛋白质吸附力低这一特点，将蛋白质残留控制在比较低的水平(并不是/也不能彻底去除)；经典方法最常用的是 PC 抽提，可以将蛋白质去除得更彻底一些。其它大分子杂质这三个特点决定了柱式的洗涤效率比经典的洗涤效率高，所以，柱式纯化的核酸纯度比较高。结论是：裂解和去蛋白质的能力，经典方法不次于柱式方法；去除其它大分子杂质，经典方法不如柱式；洗涤能力，按目前各种参考书中的介绍去做，几乎没有办法超过柱式方法。你看一看上面柱式方法洗涤的特点，经典洗涤方法哪一条强调了。再想一想你是如何手工洗衣服的，象不象柱式洗涤的特点，就应该不会有疑问的吧。难道过去的核酸沉淀洗涤方法有错误？那倒不是。真正的原因是，过去核酸抽提使用的小分子物(盐等)，多是后续酶反应中会使用到的或者起码少量的残留不会抑制后续酶反应的；现在抽提中使用的东西就不一样了，都是一些对蛋白质有强烈作用的东西，而且浓度还非常高。过去有资料强调测 A230 值吗？自打 Guanidine Thiocyanate 开始广泛用于核酸抽提后，A260/A230比值的测定成为检测质量标准的一个非常重要的指标了。如果将洗涤操作更强化及严格一点，对于一般比较干净的样品，你会发现经典方法抽提的核酸完全可以达到非常好的质量的。柱式就还留下一个“快”的特点，当然应该说是“更快”。有一个无心插柳的结果供分享：加入醇沉淀基因组 DNA时，将沉淀挑到另外一个离心管中，挑不起来的离心使之沉淀；同样洗涤/干燥/溶解后，同时电泳。电泳显示：离心沉淀的加样孔几乎无荧光，20kb左右有一条亮带；挑出来的加样孔荧光非常强烈，从加样孔到 20kb 之间有弥散带，但没有清晰的主带。

第二篇：核酸抽提经验及原理总结

核酸提取原理及经验总结

一、核酸

核苷酸单体聚合而成的生物大分子，是生物细胞最基本和最重要的成分。一般认为，生物进化即始于核酸，因为在所有生命物质中只有核酸能够自我复制。今天已知核酸是生物遗传信息的贮藏所和传递者。一种生物的蓝图就编码在其核酸分子中。核酸是1869年米歇尔(F.Miescher)在脓液的白细胞中发现的。他当时称之为核素。阿尔特曼(R.Altmann)于1889年认识其酸性后，定名为核酸。

二、核酸的分类和功能

核酸分为核糖核酸(RNA)和脱氧核糖核酸(DNA)两大类。这两类核酸有某些共同的结构特点，但生物功能不同。DNA贮存遗传信息，在细胞分裂过程中复制，使每个子细胞接受与母细胞结构和信息含量相同的DNA；RNA主要在蛋白质合成中起作用，负责将DNA的遗传信息转变成特定蛋白质的氨基酸序列。核酸的基本结构单元是核苷酸，核苷酸含有含氮碱基、戊糖和磷酸3种组分。碱基与戊糖构成核苷，核苷的磷酸酯为核苷酸。DNA和RNA中的戊糖不同，RNA中的戊糖是D-核糖；DNA不含核糖而含D-2-脱氧核糖(核糖中2位碳原子上的羟基为氢所取代)。核酸就是根据其中戊糖种类来分类的，DNA和RNA的碱基也有所不同。下面我们看看DNA和RNA具体的差别：

（一）DNA的分子结构

1.DNA的碱基组成规律：Chargaff等根据分析各种生物及其不同组织内DNA样品水解液中的碱基含量的结果，得出以下结论：1）同一生物不同组织的DNA样品，其碱基成分含量相同。2）不同生物的DNA碱基成分含量不同。3）对某一生物讲，其碱基成分的含量不受年龄、营养及环境变化等影响。4）在同一生物的DNA碱基含量是A=T，G=C，A+G=C+T，碱基之间的这种关系称Chargaff法则。

2.DNA分子的基本结构：核酸分子内单核苷酸之间的连接键为3',5'-磷酸二酯键，是共价键。DNA分子的基本结构就是许多脱氧核糖核苷酸借磷酸二脂键相互连接而成的多核苷酸链。DNA链中碱基 的组成和排列顺序即为DNA的一级结构。DNA的遗传信息即储存在DNA分子的碱基排列顺序中。

.DNA分子的空间结构：DNA的二级结构是双螺旋结构，其特点为：1）两条链方向相反、相互平行、主链是磷酸戊糖链，处于螺旋外侧。2）碱基在螺旋内侧并配对存在，A与T配对的G与C配对，A与T之间二个氢键相连（A-T），G与C之间三个氢键相链（G-C）。3）螺旋直径2nm，二个碱基对平面距0。34mm，10bp为一螺距，距离为3。4nm。4）稳定因素主要是碱基之间的氢键和碱基对平面之间的堆积力。

（二）RNA的分子结构

RNA的基本结构是A、G、C、U四种碱基组成的核糖苷酸通过磷酸二酯键相链而成的多核苷酸链。有三种主要的RNA：据其作用可分转运RNA（tRNA）、信使RNA（mRNA）和核蛋白体RNA（rRNA），它们的二级 结构是单链局部双螺旋，共中tRNA结构较清楚：

1.tRNA tRNA一级结构特点是：1）核苷酸数目在70-90之间；2）含较多稀有碱基； 3）所有tRNA的3'末端均是-CCA的结构。tRNA二级结构特点： 呈三叶草形，有三环四臂。其中3'的氨基酸臂是携带氨基酸的位置，II环又称反密码环，此环顶端 由3个碱基组成反密码子，起到识别mRNA上对于密码子的作用。

2.Mrna mRNA是蛋白质合成的模板，真核生物的mRNA的5'端有m7Gppp的帽子，3'末端有20-200多聚A的尾巴上述两者之间为信息区，其中每三个相邻碱基组成一个三联体，代表一个氨基酸信号，即为密码子。不同mRNA具有不同的密码顺序，决定蛋白质多肽链的氨基酸排列顺序（一级结构）。

3.rRNA 核蛋白体RNA，它是细胞内含量最多的RNA：rRNA与多种蛋白质结合成核蛋白体，存在于胞浆，是蛋白质 合成的部位。

三、核酸的理化性质

RNA和核苷酸的纯品都呈白色粉末或结晶，DNA则为白色类似石棉样的纤维状物。除肌苷酸、鸟苷酸具有鲜味外，核酸和核苷酸大都呈酸味。DNA、RNA和核苷酸都是极性化合物，一般都溶于水，不溶于乙醇、氯仿等有机溶剂，它们的钠盐比游离核酸易溶于水，RNA钠盐在水中溶解度可达40g/L，DNA钠盐在水中为10g/L，呈黏性胶体溶液。在酸性溶液中，DNA、RNA易水解，在中性或弱碱性溶液中较稳定。天然状态的DNA 是以脱氧核糖核蛋白(DNP)形式存在于细胞核中。要从细胞中提取DNA 时，先把DNP抽提出来，再把P除去，再除去细胞中的糖，RNA 及无机离子等，从中分离DNA。

四、细胞裂解：

（一）裂解原理

在核酸提取过程中，细胞裂解是非常重要的。经典的裂解液几乎都含有去污剂(如

SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等)和盐(如 Tris、EDTA、NaCl 等)。盐的作用，除了提供一个合适的裂解环境(如 Tris)，还包括抑制样品中的核酸酶在裂解过程中对核酸的破坏(如 EDTA)、维持核酸结构的稳定(如 NaCl)等。去污剂则是通过使蛋白质变性，破坏膜结构及解开与核酸相连接的蛋白质，从而实现核酸游离在裂解体系中。裂解体系中还可能加入蛋白酶，利用蛋白酶将蛋白质消化成小的片段，促进核酸与蛋白质的分开，同时，也便于后面的纯化操作以及获得更纯的核酸。也有直接使用高浓度的蛋白质变性剂(如 GIT、GuHCl 等)裂解的，该方法已经成为了 RNA 抽提的主流，却不是基因组 DNA 抽提的主流。

（二）细胞的裂解方法

细菌细胞破碎方法有以下几种：1）机械方法：超声波处理法、研磨法、匀浆法，关于超声波处理法，要设定好超声时间和间隙时间，一般超声时间不超过5秒，间隙时间最好大于超声时间。2）化学试剂法：用含SDS或CTAB的溶液处理细胞，在一定的p H 环境和变性条件下,细胞破裂,蛋白质变性沉淀,核酸被释放到水相，p H 环境则由加入的强碱(NaOH)或缓冲液(TE、STE 等)提供，表面活性剂或强离子剂可使细胞裂解、蛋白质和多糖沉淀,缓冲液中的一些金属离子螯合剂(EDTA 等)可螯合对核酸酶活性所必须的金属离子Mg2+、Ca2+ ,从而抑制核酸酶的活性,保护核酸不被降解。；3）反复冻融法：将细胞在-20度以下冰冻，室温融解，反复几次，由于细胞内冰粒形成和剩余细胞液的盐浓度增高引起溶胀，使细胞结构破碎。4）酶解法：加入溶菌酶或蜗牛酶、蛋白酶K等，都可使细胞壁破碎，核酸释放。蛋白酶还能降解与核酸结合的蛋白质,促进核酸的分离。其中溶菌酶能催化细菌细胞壁的蛋白多糖N-乙酰葡糖胺和N-乙酰胞壁酸残基间的β-(1 ,4)键水解。蛋白酶K能催化水解多种多肽键,其在65 ℃及有EDTA、尿素(1～4mol/ L)和去污剂(0.5 %SDS 或 1 %Triton X-100)存在时仍保留酶活性,这有利于提高对高分子量核酸的提取效率。在实际工作中,酶作用、机械作用、化学作用经常联合使用。具体选择哪种或哪几种方法可根据细胞类型、待分离的核酸类型及后续实验目的来确定。

（三）裂解方法的评价

含蛋白酶的裂解方法，可以认为是抽提基因组 DNA 的首选。裂解包括膜蛋白的游离和与基因组 DNA 相连接的蛋白质的游离。蛋白酶的作用是使蛋白质变小，故而对蛋白质的游离有巨大的促进作用；同时，巨大的基因组DNA 是很容易“缠”住大分子的东西的，蛋白质被蛋白酶消化变小后，则不容易被基因组 DNA “缠”住，有利于蛋白质在纯化操作中的去除，使最终获得的基因组 DNA 的纯度更高。另外一个思路是，如果基因组 DNA与

蛋白质 “缠”在一起，在纯化的过程中有两种可能：如果基因组 DNA 的特性占优势，则纯化时以 DNA 的形式被保留下来，导致蛋白质的残留；如果蛋白质的特性占优势，则纯化时以蛋白质的形式被去除，导致 DNA 的损失。当然去污剂裂解方法，仍然在细胞基因组 DNA 抽提方面有优势，尤其是当得率和纯度要求不是最高，而经济性及操作简单很重要时。控制好裂解液/样品的比例是该方法成功的关键。该方法结合高盐沉淀，可以实现最简单的操作，但纯度及得率的稳定性可能会比用 PC 抽提的差一些。

高浓度蛋白质变性剂(如 GIT、GuHCl 等)的裂解方法，是抽提 RNA 的首选。总 RNA 的抽提，最重要的是快速裂解细胞膜，至于与基因组 DNA 相连接的蛋白质的裂解以及基因组与蛋白质 “缠”住的问题，因为都不会对以后的纯化产生大的影响，可以不考虑。高浓度蛋白质变性剂能快速破坏细胞膜，进而迅速抑制住细胞内的 RNA 酶，从而确保了 RNA 的完整性。除了极少量不适用该方法的样品 – 主要是植物，其它绝大部分样品的 RNA 的抽提，都可以以高浓度的蛋白质变性剂为基础的。当然有些样品，如肌肉，即使是 RNA 抽提，也强烈建议使用含蛋白酶的裂解液(或者在操作中的某个时候使用蛋白酶消化蛋白质)，原因在于这些样品中的蛋白质，是非常难以去除的。该方法是获得最大得率和最高纯度的基础。

含 CTAB 的裂解液，几乎成为富含多糖的样品，如细菌、植物的基因组 DNA 抽提的首选裂解方法。该方法成功与否与两个因素有关：一是 CTAB 的质量，二是洗涤的彻底程度。CTAB 的质量对裂解效率有很大的影响，而且，似乎还说不清楚原因，因为即使是同一公司生产的纯度一样的 CTAB，批号不同，效果就可能差别很大。洗涤去除 CTAB 要比其它的盐难一些，同时，CTAB 的少量残留也会对酶活性有巨大影响，所以洗涤是否彻底也是该方法成功与否的关键。裂解时的温度，多使用 65C；但如果发现降解严重或者得率太低，可以试一下 37C – 45C 这个相对低温的区域。

SDS 碱裂解法是质粒抽提的首选裂解方法，具有快速、得率高、几乎无基因组 DNA 污染的特点。控制好裂解液/菌体的比例和操作的温和是该方法成功的关键。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些，所以，加入溶液 III 后在 4℃ 静置一段时间以及采用 4℃ 离心去蛋白质，都可以提高质量。该方法不一定要使用 PC 纯化，但结合 PC 纯化，可以获得纯度很高的质粒。RNA 的去除可以靠在溶液 I 中加入 RNase A(100ug/ml)或者在最后的溶解液中加入 RNase A(25 ug/ml)来实现。总的感觉是，在溶液 I 中使用 RNase A，RNA 的残留少一些。不过，经典沉淀几乎没有办法彻底去除 RNA 残留。另外，对大质粒(50 kb 以上)，该方法可能会有问题。

PCR 模板的简易裂解方法，也是使用面很广的一类方法。该方法的特点是无须纯化，样品被裂解后即可直接取裂解液用于 PCR，非常快速。也正因为不纯化，所以，假阴性(即没有扩增出来的阳性)比例也比较高。该方法最简单的就是反复冻融法，简便快捷，不需任何化学试剂，冻融离心，PCR检测就可以了。如果使用裂解法，哪么最简单的裂解液就是水，复杂一点的就会含有一些不会抑制后续的 PCR 反应，而且能提高裂解效率，甚至还可能部分消除样品内抑制 PCR 反应杂质的东西，如 Triton X-100、甲酰胺等。再复杂一点的就会含有诸如 Chelex 100 之类的能吸附部分杂质的介质。操作也非常简单，多使用温度的变化来实现样品的裂解，如煮沸、或者高温-低温的多次循环等。该方法最适合从一大堆样品中找出阳性样品，但却不适合用于判断某一个样品是阳性还是阴性。降低样品使用量可以提高阳性率，因为样品量的降低，同时意味着 PCR 的抑制物量的降低。

（四）样品与裂解液的比例

选择了合适的裂解液，下一步就是要控制好样品与裂解液的比例。这个问题非常重要，但却没有获得足够的重视。严肃的参考资料，都应该会提供一个简单的比例，如 1ml 裂解液可以用于 T mg 组织或者 C 个细胞；建议:样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大，并没有具体的说法。如果不是样品量有限，则以能抽提出满足数次成功实验所需的核酸量，作为决定样品起始量的基础，会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品，就一定使用 100mg 样品。裂解液的用量，表面上与抽提的结果(纯度及得率)没有关系，然而，在实际操作中，对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是：确保能彻底裂解样品，同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低，将导致沉淀效率低，影响得率；浓度过高，去除杂质的过程复杂且不彻底，导致纯度下降。另外，裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的，而不是以核酸含量为基准，这一点务必牢记。

五、核酸提取

核酸提取包含样品的提取和纯化两大步骤。提取是使样品中的核酸游离在裂解体系中的过程，纯化则是使核酸与裂解体系中的其它成分，如蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。

（一）DNA提取的几种方法 浓盐法 ：1）利用RNA和DNA在电解溶液中溶解度不同，将二者分离，常用的方法是用1M 氯化纳提取化钠抽提,得到的DNP粘液与含有少量辛醇的氯仿一起摇荡,使乳化,再离心除去蛋白质,此时蛋白质凝胶停留在水相及氯仿相中间，而DNA位于上层水相中,用2倍 体积95%乙醇可将DNA 钠盐沉淀出来； 2）也可用0.15 MNaCL液反复洗涤细胞破碎液除去RNP,再以1MNaCL提取脱氧核糖蛋白,再按氯仿---异醇法除去蛋白。两种方法比较,后种方法使核酸降解可能少一些；3）以稀盐酸溶液提取DNA 时，加入适量去污剂，如SDS可有助于蛋白质与DNA 的分离。在提取过程中为抑制组织中的DNase对DNA 的降解作用,在氯化钠溶液中加入柠檬酸钠作为金属离子的烙合剂。2 阴离子去污剂法：用SDS或二甲苯酸钠等去污剂使蛋白质变性,可以直接从生物材料中提取DNA。由于细胞中DNA与蛋白质之间常借静电引力或配位键结合,因为阴离子去污剂能够破坏这种价键,所以常用阴离子去污剂提取DNA。苯酚抽提法： 苯酚作为蛋白变性剂,同时抑制了DNase的降解作用。用苯酚处理匀浆液时,由于蛋白与DNA 联结键已断,蛋白分子表面又含有很多极性基团与苯酚相似相溶。蛋白分子溶于酚相，而DNA溶于水相。离心分层后取出水层，多次重复操作，再合并含DNA 的水相，利用核酸不溶于醇的性质，用乙醇沉淀DNA。此时DNA是十分粘稠的物质，可用玻璃漫漫绕成一团，取出。此法的特点是使提取的DNA保持天然状态。

4水抽提法：利用核酸溶解于水的性质,将组织细胞破碎后,用低盐溶液除去RNA，然后将沉淀溶于水中，使DNA淀溶于水中充分溶解于水中,离心后收集上清液。在上清中加入固体氯化钠调节至2.6M，加入2倍体积95%乙醇,立即用搅拌法搅出。然后分别用66%，80%,95%乙醇以及丙酮洗涤,最后在空气中干燥,既得DNA样品。此法提取的DNA中蛋白质含量较高,故一般不用。为除蛋白可将此法加以改良,在提取过程中加入SDS。

（二）RNA提取

所有ＲＮＡ的提取过程中都有五个关键点，即１）：样品细胞或组织的有效破碎；２）有效地使核蛋白复合体变性；３）对内源ＲＮＡ酶的有效抑制；４）有效地将ＲＮＡ从ＤＮＡ和蛋白混合物中分离；5）对于多糖含量高的样品还牵涉到多糖杂质的有效除去。但其中最关键的是抑制ＲＮＡ酶活性。

1）总RNA的试剂盒快速提取 一些公司推出的总RNA提取试剂盒,该总RNA纯化系统采用两种著名的RNA酶抑制剂,异硫氰酸弧(GTC)和β-巯基乙醇,加上整个操作都在冰浴下进行,这样就能显著降低RNA的降解速率。GTC和N-十二烷基肌氨酸钠的联合使用,将促使核蛋白复合体的解离,使RNA与蛋白质分离,并将RNA释放到溶液中。而进一步从复合体中纯化RNA,则根据Chomc zynski和Sacchi的一步快速抽提法进行,采用酸性酚-氯仿混合液抽提。低pH值的酚将使RNA进入水相,这样使其与仍留在有机相中的蛋白质和DNA分离。水相中的RNA可用异丙醇沉淀浓缩。进一步将上述RNA沉淀复溶于GTC溶液中，接着异丙醇进行二次沉淀，随后用乙醇洗涤沉淀，即可去除所有残留的蛋白质和无机盐，而RNA中如含无机盐,则有可能对以后操作中的一些酶促反应产生抑制。

2）氯化锂法提取总RNA： 本方法用高浓度尿素变性蛋白并抑制RNA酶，用氯化锂选择沉淀RNA，其特别适合于从大量样品中提取少量组织RNA，具有快速简洁的长处，但也存在少量DNA的污染及RNA得率不高,小RNA片断丢失的缺陷。）蛋白酶－热酚法：本方法适合于病毒RNA的提取。

六、核酸纯化

裂解完成后，液体体系中就包括了游离的核酸、蛋白质及其它大分子杂质、盐：纯化就是将核酸与其它游离成分分离的过程。就个人所知，目前在科研领域广泛使用的核酸纯化技术主要可以分为两大类：使用介质的和不使用介质的，使用介质的，一次就将核酸与其它所有杂质分开；不使用介质的，一定是首先将核酸和盐与大分子杂质分开，再通过沉淀核酸使核酸与盐分开(PEG 沉淀和 LiCl 沉淀除外)。使用介质的可以分为两类：离子交换介质和吸附介质。不使用介质的也分为两类：使用苯酚/氯仿抽提的和不使用苯酚/氯仿抽提的。

（一）纯化方法：下面比较一下具体的纯化技术：

1）经典的使用苯酚/氯仿抽提的纯化技术：细胞裂解后离心分离含核酸的水相，加入等体积的酚∶氯仿∶异戊醇(25 24 1 ∶∶体积)混合液。依据应用目的，两相经漩涡振荡混匀(适用于分离小分子量核酸)或简单颠倒混匀(适用于分离高分子量核酸)后离心分离。疏水性的蛋白质被分配至有机相,核酸则被留于上层水相。酚是一种有机溶剂，预先要用STE 缓冲液饱和，因未饱和的酚会吸收水相而带走一部分核酸。酚也易氧化发黄，而氧化的酚可引起核酸链中磷酸二酯键断裂或使核酸链交联;故在制备酚饱和液时要加入82羟基喹咛，,以防止酚氧化。氯仿可去除脂肪,使更多蛋白质变性,从而提高提取效率。异戊醇则可减少操作过程中产生的气泡。核酸盐可被一些有机溶剂沉淀,通过沉淀可浓缩核酸,改变核酸溶解缓冲液的种类以及去除某些杂质分子。典型的例子是在酚、氯仿抽提后用乙醇沉淀，在含核酸的水相中加入p H5.0～5.5，终浓度为0.3M 的NaAc 或KAc 后，钠离子会中和核酸磷酸骨架上的负电荷，在酸性环境中促进核酸的疏水复性。然后加入2～2.5 倍体积的乙醇,经一定时间的孵育，可使核酸有效地沉淀。其他的一些有机溶剂[ 异丙醇、聚乙二醇(PEG)等]和盐类(10.0mol/ L 醋酸铵、8.0mol/ L 的氯化锂、氯化镁和低浓度的氯化锌等)也用于核酸的沉淀。

2）使用离子交换介质的纯化技术：将裂解液过柱，核酸被联结在离子交换介质上；

洗涤去除残留的杂质后，用高盐缓冲液将核酸从介质上洗脱下来。再经过标准的乙醇/异丙醇沉淀、乙醇洗涤、干燥等操作，获得纯的核酸，溶解于合适的缓冲液中。3）使用吸附介质的纯化技术：将裂解液过柱，核酸被吸附介质选择性吸附；洗涤去除残留的杂质后，用水或者合适的低盐缓冲液将核酸从介质上洗脱下来，就可以直接用于后续实验。

4)密度梯度离心法：密度梯度离心也用于核酸的分离和分析。双链DNA、单链DNA、RNA 和蛋白质具有不同的密度，因而可经密度梯度离心形式形成不同密度的纯样品区带，该法适用于大量核酸样本的制备，其中氯化铯2溴化乙锭梯度平衡离心法被认为是纯化大量质粒DNA 的首选方法。氯化铯是核酸密度梯度离心的标准介质,梯度液中的溴化乙锭与核酸结合，离心后形成的核酸区带经紫外灯照射，产生荧光而被检测，用注射针头穿刺回收后，通过透析或乙醇沉淀除去氯化铯而获得纯化的核酸。

注：但是在日常实验过程中，通常用的纯化方法有主要有以下两种，一是化学方法，即PC 抽提 + 醇沉淀；二是物理方法，即介质纯化。第一种方法是利用 PC 对裂解体系进行反复抽提以去除蛋白质，实现核酸与蛋白质的分离；再用醇将核酸沉淀下来，实现核酸与盐的分离。第二种方法则是利用某些固项介质，在某些特定的条件下，选择性地吸附核酸，而不吸附蛋白质及盐的特点，实现核酸与蛋白质及盐的分离。高盐沉淀去除蛋白质是第一种纯化方法的一个变体，省略了 PC 操作的麻烦。当然，也有不纯化的抽提方法，但是用途多局限于简单的 PCR。其它杂质 – 如多糖、多酚等的去除，基本上都是在这两种方法的基础上，通过增加一些特别的试剂，或者增加一些额外的步骤来实现的。

（二）纯化方法评价

PC(P是英文酚的缩写，C是英文氯仿的缩写)抽提/醇沉淀方法，是一个永不过时的方法。稳定、可靠、经济、方便。PC抽提可以彻底去除蛋白质，醇沉淀可以去除盐，对于一般的干净的样品(杂质为蛋白质)，该方法完全可以获得高质量的核酸。虽然每次 PC 抽提都会损失一部分核酸(因为不可能将水相全部移取)，以及低浓度核酸的醇沉淀效率低，但这些问题都可以靠操作的调整而得以解决或者减少影响。该方法的最大的问题是不适合大规模抽提。PC抽提是去除蛋白质的一个非常有效的手段。苯酚能使蛋白质变性，变性后的蛋白质从水相中被析出，处于苯酚中或者苯酚/水相之间。PC 抽提的关键是，一要混匀彻底，二要用量足够。彻底混匀，才能确保苯酚与蛋白质的充分接触，使蛋白质完全变性。许多人总是担心混匀的剧烈程度是否会对核酸，尤其是基因组 DNA 造成破坏，实际上大可不必如此小心。剧烈的混匀操作，是会部分打断大分子的基因组 DNA，但该破坏作用不会强烈 到 DNA 变成 10kb 以内的小片段。手剧烈晃动混匀后，基因组 DNA 的片段，大部分会大于 20kb，这个大小，除了一些特别的要求外，对 PCR 和酶切，都是完全适用的。如果要求的片段非常大，如构建文库用，则不能使用剧烈的混匀方法，而只能来回温和颠倒混匀 – 此时的关键是：裂解液的比例要足够大，使体系不要太粘稠。用量要足够，是因为苯酚去除蛋白质是有一定的饱和度的。超过了该饱和度，裂解体系中的蛋白质不会被一次去除，必须靠多次抽提，方可彻底去除。另外，体系太粘稠的坏处是，蛋白质难以彻底去除，以及基因组 DNA 会断裂得更厉害，所以要注意裂解液与样品的比例。4C 离心操作有利于更彻底去除蛋白质。PC 抽提的另外一个用途是，利用酸性酚可以部分去除 DNA 的特点，在 RNA 抽提时获得 DNA 残留极少的 RNA。不过有一点要提醒的是，有些植物样品，在去除某些杂质之前，是不能使用 PC 抽提的，否则核酸必定降解。

高盐沉淀蛋白质/醇沉淀方法，同样也是一个非常不错的方法。与 PC 抽提方法相比，除了纯度的稳定性可能要低一点外，该方法几乎克服了 PC 抽提的所有缺点。更快、更轻松去除蛋白质所伴随的好处是，可以用于大规模抽提，不足是纯度(蛋白质残留)不够稳定。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些。

介质纯化方法，是一个越来越受到重视的方法。其最大特点是非常适合大规模核酸抽提，并且因为受人为操作因素影响小，纯度的稳定性很高(虽然纯度不一定比PC 纯化方法更高)。其致命弱点是样品过量。介质可以分为两大类，一类是柱式的，即介质被预先装填在下面是通的柱子里；另外一类则是颗粒状(如Glassmilk、磁性小珠等)。颗粒状的介质的纯化操作与经典的醇沉淀差别不大，都是通过数次的加液-倒液过程，干燥后，溶解即可获得纯化好的核酸。柱式纯化的操作虽然也是有加液-倒液过程，但因为加入的液体通过离心后会进入另外一个离心管中，与含有核酸的柱子完全是分开的，所以洗涤更彻底，操作更省力(不用操心将核酸倒掉了，或者液体的残留)。不过，介质纯化方法的成本是最高的。

（三）醇的沉淀

1）沉淀的原理目的：目的是使核酸从裂解体系中沉淀下来，从而实现核酸与其它杂质–主要是盐的分离。实际操作中，许多杂质也会与核酸一起被醇沉淀下来，尤其是当其它杂质的浓度也比较高的时候。醇的沉淀并不是非常特异性的，任何有机大分子及一些盐，当浓度达到一定水平后，都可能同步被沉淀下来。

就核酸而言，标准的醇沉淀要求有一定的盐及某一比例的醇用量，但这决不是说这些盐是必不可少的或者醇的比例是不可更改的。实际操作中不难发现，当裂解体系中核酸的浓度达到一定水平后，即使体系中不含教科书中建议的盐，单独使用醇也可以使核酸沉淀下来； 或者含有盐，使用低比例的醇也可以使核酸沉淀下来(当然，得率可能会降低)。知道这一点的意义在于：不要迷信标准方法的唯一性；相反，当使用标准方法碰到问题 – 主要是纯度问题时，完全可以通过调整沉淀条件来改善。最有参考价值的是 TRIzol 提供的一个沉淀方案：一半异丙醇加一半高盐溶液替代纯粹的异丙醇，可以大大降低多糖残留。另外一个问题就是，要坚信核酸的醇沉淀过程同样也是其它杂质的沉淀过程；调整醇沉淀的条件，虽然会降低核酸的得率，但因为可以大大提高纯度。

2)沉淀剂的选择： 醇沉淀使用异丙醇还是乙醇，我没有发现这二者对质量有大的影响，虽然许多人“发现”乙醇沉淀的核酸纯度更高。异丙醇沉淀的核酸比较紧凑，帖壁紧，颜色不是很白；乙醇沉淀的核酸比较蓬松，容易从壁上移动，颜色比较白。这是现象，提示结论：异丙醇沉淀的核酸不容易丢掉，但比较难洗涤。结合丢失和洗涤两个方面综合考虑，则建议：少量核酸用异丙醇沉淀(量少，洗涤不是问题，不丢失为先)，大量核酸用乙醇沉淀(量大，丢失不是问题，洗涤方便为先)。至于异丙醇沉淀更容易沉淀下盐的说法，我没有碰到过(我几乎不使用低温沉淀，难道低温沉淀比较容易出现盐沉淀？)；我更觉得出现该现象的原因就在洗涤的不彻底。当然，也不要忘记异丙醇沉淀的最大优点是体积小，可以使绝大部分的小量抽提操作在 1.5ml 离心管内完成。但由于其沉淀物很紧凑，洗涤时其中心部分不容易被洗涤到，所以，洗涤异丙醇沉淀的核酸的关键是：一定要使沉淀悬浮起来，一定要放置一段时间使沉淀最终变成蓬松的白色。如果再洗涤一次，质量决不会有问题的。当然，沉淀所用的试剂，不仅仅就乙醇和异丙醇，还有包括PEG、LiCl、CTAB 都可以用于核酸沉淀，虽然它们远没有醇沉淀的高使用频率，但却各有特点。LiCl 可以沉淀 RNA 以去除 DNA，CTAB 可以从含多糖的裂解体系中将核酸沉淀下来。PEG 是沉淀病毒颗粒的方便手段。3)沉淀温度的选择：如果核酸抽提的起始样品是杂质比较多时，原则上不要使用低温沉淀。低温沉淀能提高沉淀效率：当核酸浓度很低时，效果明显；当核酸浓度比较高时，效果不明显，但却会导致杂质的大大增加。

（四）核酸的洗涤

1）洗涤原理与目的： 洗涤对于整个提取过程来说，也是非常重要的。洗涤，首先一定要将沉淀悬浮起来；第二就是要控制一定的时间，尤其是当核酸沉淀比较大时(使核酸沉淀最终蓬松)；第三是少量多次；第四则是去上清要彻底。教科书中的操作基本上都是“倒掉上清后倒置在吸水纸上片刻”，这一描述本身没有问题，且十分方便，但因为他来自国外，自然就有了“水土不服”的问题。如果离心管是经过硅化的，因为液体几乎不挂壁，所以上清

可以去除得非常彻底；好的管子，即使没有经过硅化，残留量也非常少，也没有什么问题；差的管子，液体的挂壁非常可观，其残留量多到会影响后续的实验。唯一不受管子质量影响的操作，就是倒掉液体后再短暂离心，将残液用移液器吸出。一定要牢记的是，残液中都含有上一步操作中的杂质，其残留量与混匀程度、核酸沉淀的大小都有关。挥发时去掉的是乙醇，杂质是不会被挥发去除的。这步，切忌不要用手甩，这样容易将核酸甩掉。另外，核酸沉淀的大小及裂解液的裂解能力也决定了洗涤的强度。沉淀越大，裂解液的裂解能力越强，洗涤越要彻底：放置时间相对要长一点，洗涤次数也要考虑增加。当然，乙醇浓度的选择也非常重要，一般情况，洗涤一定要用室温的 75% 乙醇。

（五）核酸的溶解和保存

1）核酸溶解：纯化后的核酸，最后多使用水或者低浓度TE缓冲液溶解：其中 RNA 以水为主，DNA 则多以弱碱性的 Tris 或者 TE 溶解。经典的 DNA 溶解方法多提倡使用 TE 溶解，其中原因是有人认为 EDTA 可以减少 DNA 被可能残留下来的 DNase 降解的风险；如果操作过程控制得当，DNase 的残留几乎是可以忽略的，完全可以直接使用 Tris 或者水(pH 接近7)溶解 DNA。

2）核酸保存：基本上，核酸在保存中的稳定性，与温度成反比，与浓度成正比。一般的我们选择，-20℃ 或70℃ 保存的稳定。如果温度不合适，保存中核酸发生降解或者消失，首要原因是酶残留导致的酶解，第二个原因则是保存核酸溶液的 pH 值不合适导致的水解(RNA 在弱酸性更稳定，而 DNA 在弱碱性更合适)。还有一个不为人重视的，就是 EP 管对核酸的影响。首先一定要坚信一点，那就是核酸一定会与装它的容器的接触面发生反应，达到某种均衡。EP 管的材质，首先可能吸附核酸，其次还可以诱导核酸的结构发生某些变化，如变性。在核酸的浓度比较高时，这个现象可能观察不到；当核酸浓度很低时，则比较明显了。在低浓度的核酸中加入 Geletin,Glycogen,BSA 可以稳定核酸，虽然已经为实验所证明，但许多实验人员并没有将该建议当回事。现在制造 EP 管的材料远多于过去。这些新出现的材料，在强度、透明度等物理特征方面可能比原来的纯 PP 材质要好许多，但其化学特征，尤其是对核酸稳定性的可能影响，远没有研究透彻。正如现在的质粒可以改造得越来越适用某些要求一样，其负面产物可能是，抽提的质粒电泳的构型越来越多：除了原来的三种带型外，还可能出现 denatured cc、multimeric forms of cc 等等带型。

（六）核酸的浓缩

应用最广的核酸浓缩法是乙醇沉淀法。在中等浓度单价阳离子存在下，加入一定量的乙醇后，所形成有核酸沉淀可经离心而回收，甚至对低至pg量的DNA或RNA，也可定量回

收。回收的核酸可按所需浓度，再溶于适当的缓冲液中。

核酸浓缩的具体操作时，可向含样品的小离心管中加入V/10单价阳离子盐贮存液2V无水乙醇，混匀，放冰水浴中15～30min，取出目测平衡，0～4度，12000g，离心10min。吸弃上清，再另70%乙醇0.5～1ml，12000g，0～4度洗涤离心2min。吸弃上清，沉淀用油泵抽干或打开盖子晾干后，溶于适当体积的缓冲液中。单价阳离子盐的选择，主要基于下述

考虑：用醋酸铵可减少dNTP的共沉淀，但在以后要作核酸的磷酸化时应避免用醋酸铵，因铵离子是T，多核苷酸激酶的强烈抑制剂。当用较高浓度的乙醇沉淀RNA时，常用LiCl，因LiCl在乙醇中溶解度很高，不随核酸共沉淀。含有SDS的核酸样品，应使用NaCl，这时该去垢剂要70%乙醇中仍保持可溶。DNA和RNA沉淀，大多使用醋酸钠（pH5.2）。七 核酸质量的检测问题 将抽提好的核酸直接用于后续的实验，是唯一可靠的检测方法；除此之外的检测方法，都是相对的，而且并不十分可信。目前用于正式实验前检测核酸质量的方法，一是电泳，二是紫外分光光度仪。电泳检测的主要是核酸的完整性和大小，只要核酸不是太小或者太大(超出电泳分离范围)，该方法还是非常可信的；电泳还可以用于估计核酸的浓度，但其准确度与经验有关；另外，电泳也可能提供某些杂质污染的信息，但是同样与经验有关。紫外分光光度仪检测的是纯度和核酸含量，然而，由于紫外分光光度仪不能确保非常准确，而该仪器的灵敏度又非常高，所以，提供的结果并不十分可信。一般讲，同时进行紫外和电泳检测，综合二者的结果，可以做出一个更合理的判断。但由于这两个方法都有缺陷，所以，即使出现坏的结果能用于后续实验而好的结果却不能用于后续实验，也不用大惊小怪。

关于紫外分光光度仪的检测。首先，不要使用不能选择波长的仪器；使用那些已经固定了波长的仪器，大概可以算是你梦魇的开始(没有信息是可怕的，更可怕的是将错误的信息当真，其中280、320、230、260nm下的吸光度分别代表了核酸、背景（溶液浑浊度）、盐浓度和蛋白等有机物的值。)。其次，一定要经常调较仪器；调较可以使用非常纯的自备核酸，也可以使用苯酚。最后，要记住读数 A230 ：A260 ：A280 = 1：2(DNA 为 1.8)：1 为理论上的数据，实际测定时会有一些差别；但如果差别太大，就有问题了，有两个值得商榷的观点：如果 A260/A230 > 2 就是纯的，如果 A260/A280 > 2 就是核酸降解。A260/A230 如果比 2.0 大许多，一定是有杂质残留的(具体是什么杂质我不知道)。如果核酸抽提好后立即就测定，A260/A280 > 2.0 决不提示核酸降解，原因是：那些能导致 A260/A280 > 2.0 的核酸片段非常小，常规的沉淀是不可能将它们沉淀下来的；更可能的原因是：你仪器提供的 A260/A280 实际是 A262/A282 甚至 A264/A284 的值。纯的核酸的

吸光值，在 A230 是谷底，在 A260 是峰顶，在 A280 则正好是半山坡。根据曲线在底和顶的斜率最小，在半山坡的斜率最大的特点，不难得出如下结论：A230 和 A260 的读数受仪器准确性的影响比较小，而 A280 受仪器准确性的影响比较大。

关于电泳检测，观察琼脂凝胶中DNA的最简单方法是利用荧光染料溴化乙锭进行染色。该物质含有一个可以嵌入DNA的堆积碱基之间的一个平面基团，这个基团的固定位置及其与碱基的密切接近，导致染料与DNA结合并呈现荧光，其荧光产率比游离染料溶液有所增加。DNA吸收254nm处的紫外辐射并传递给染料，而被结合的染料本身则在302nm和366nm有光吸收。这两种情况下，被吸收的能量可在可见光谱红橙区的590nm处重新发射出来。因此，当凝胶中含有游离溴化乙锭时即可以检测到少量的DNA。

建议先电泳检测，再用紫外分光光度仪检测。电泳后，可以看到哪些样品根本就不能用(如降解太厉害)，以及核酸的大致浓度，这样就为紫外分光光度仪的检测提供了一个参考(降解的不必要测了，要测的该取多少量等)。

八、核酸中杂质的去除 关于核酸分离纯化阶段中除去多糖、蛋白质及不同类型核酸之间分离的一些方法，分别介绍如下：

（1）肝糖元、淀粉及粘多糖，由于其物理化学性质与核酸有许多相似之处，常在提取液中残存下来。除去的方法常有：①取材前尽量减少组织中多糖的含量，如先使动物饥饿数天然后杀死，可使细胞内肝糖元大大减少。②加入淀粉酶，将大分子多糖分解为小分子，在以后纯化步骤中逐渐被除去。③在浓磷酸盐存在下，以2-甲氧基乙醇抽提核酸提取液，使多糖溶于下层水相，核酸在上面有机层中。④以钙盐沉淀DNA，再以草酸钾处理，使之形成DNA钾盐回收，然后用离子交换法吸附DNA，使之与多糖分离。

（2）蛋白质的除去：由于核酸在细胞内以核蛋白体形式存在，不论采用哪种方法提取核酸，蛋白质都不同程度地存在于体系中。因此，除去蛋白质是核酸分离纯化不可避免的步骤。常用方法有下列几种：①加入去污剂如硫酸十二脂钠，从提取到分离纯化各阶段均可反复使用此法。去污剂与氯仿法或苯酚法结合使用，效果更加理想。②氯仿-戊醇或辛醇对提取液摇荡抽提，蛋白质在氯仿-水界面形成凝胶，离心后除去，核酸留在水溶液中。此法在分离纯化中也常反复使用。③苯酚水溶液抽提，在对氨基水杨酸等阴离子化合物存在下，DNA或RNA都可以进入水相，蛋白质则沉淀于酚层，然后取水相加入乙醇或2-乙氧基乙醇沉淀RNA或DNA，残余的酚可用葡聚糖凝胶G-10或G-25除去。

（3）不同类型核酸的分离：两种类型核酸的制备过程中，DNA制品中混杂着少量RNA或RNA制品中混杂着少量DNA是经常发生的。由于DNA和RNA结构和性质都很相似，而且分子量都十分大，所以两类核酸的分离是核酸纯化工作中比较复杂和繁琐的一步。从DNA中除去RNA的方法常有：①核糖核酸酸酶选择地破坏RNA，这是比较有效的方法，但使用的核糖核酸酶中常含有极微量的脱氧核糖核酸酶，必须事先加热处理除去，然后将纯净的核糖核酸酶与样品溶液一起在37℃孵育数分钟，就可达到破坏RNA的目的。②钙盐分步沉淀：在核酸溶液中加入1/10体积10%的氯化钙溶液，使DNA与RNA均成为钙盐后，再利用DNA钙盐在2/10体积乙醇中能形成沉淀析出，RNA钙盐不形成沉淀而彼此分离。③活性炭吸附：将处理好的活性炭按1/15～1/20体积加入每毫升含有0。5～1mgDNA溶液中，0～4。C下搅拌1h，以31000×g离心1h，除去RNA后的DNA回收率可达94%。

在RNA制品中除去DNA，苯酚水溶液抽提是较有效和常用的方法。在没有阴离子化合物存在下，以等体积90%苯酚水溶液反复抽提RNA，可以除去绝大部分DNA。此外，也可采用加入脱氧核糖核酸酶处理，破坏DNA，或参考上述DNA与RNA分离方法将DNA除去。

（4）同类核酸的分离 ：①RNA混合物的分离：经过提取的初步纯化的RNA制品中含有各类RNA和某些已降解的RNA混杂物。进一步纯化时，多应用柱层析、梯度离心及逆流分溶等方法。例如tRNA与rRNA的分离用吸附于硅藻土表面的甲基化白蛋白柱吸附后，以不同梯度氯化钠溶液洗脱，或用蔗糖梯度（顶部5%浓度，底部20%浓度）离心法分开。mRNA的代谢速度较快，在细菌中平均寿命为90min，在哺乳动物中约为几小时至十几小时，常用密度梯度离心法和DNA-琼脂柱进行分离。制备rRNA时，由于共沉作用，常混有mRNA，一般可用萘-1，5-二磺酸处理，使二者分开。各种tRNA的提纯，通常采用逆流分溶法在磷酸缓冲液-甲酰胺-异丙醇系统下进行，分离效果较好。②DNA混合物的分离：主要是变性或降解的DNA和天然的分离，常用磷酸钙、ECTEOLA-纤维素、DEAE-纤维素和甲基化白蛋白柱层析，逆流分溶，梯度离心等方法。一个具有生物活性高度提纯的DNA制品应具有如下标准：不含有蛋白质及多糖；不含有可透析的小分子杂物；在pH7时紫外吸收最大值在257～261μm之间，E（P）在6600左右；不含有RNA；固体为纤维状，水溶液具有高的粘度并有流动双折射作用；具有电泳均一性及超离心中单分散性；具有生物活性。

一、植物核酸提取

1976 年，Millgan 用Blin 和Stafford 描述的方法分离了植物DNA，然而这些DNA 是不能用于克隆的。在发明了去除植物DNA 上污染物的方法之后，人们可用分离动物组织DNA 的方法分离植物DNA。去除植物带电高分子污染物的方法有核分离（Bickle 等1977）。CTAB（十六烷基三甲基溴化铵）分离（Murray，Thompson 1980）和盐酸／十二烷基肌氨酸钠分离（Sung，Slightom 1981）等。在这些方法中，CTAB 方法因简便、快速而使用最广泛。收集和保存植物组织的方法对于 DNA 的产量和质量也有很大影响。虽然已能成功地从植物标本和化石中分离出 DNA（Doyle，Dickson 1987），但采用新鲜材料能产生最好的结果，特别是对于产生大量单宁、酚或其他次级代谢产物的种。如材料不能马上进行提取，应保存在冷而湿的地方，例如在冰盒中。如有必要可以冷冻保存。如果没有条件，最好在无水CaSO４瓶中快速干燥（Liston 等 1990）。DNA 的提取应尽快进行，以防其降解（Pyle，Adams1989）。提取DNA 的过程中有许多因素能导致DNA 降解。首先是物理因素。因为DNA 分子量较大，机械张力或高温很容易使DNA 分子发生断裂。因此，在实际操作过程中应尽可能轻缓，尽量避免过多的溶液转移及剧烈的振荡等，以减少机械张力对DNA 的损伤，同时也应避免过高的温度。其次，细胞内源DNA 酶及细胞破裂释放的次级产物也会导致DNA 降解。所以在提取DNA 的实验中，设计了许多可供选择的分离缓冲液，以适应不同的植物材料。分离缓冲液的pH 值有时需要进行改进，pH 应避免接近降解酶的最适点。大多数降解酶和脂肪氧合酶pH 值的最适点在 5.0～6.0 之间，而DNA 酶pH 值最适点在 7.0 左右（Dunham，Bryant 1963）。由于在过酸的条件下，DNA 脱嘌呤会导致DNA 的不稳定，极易在碱基脱落的地方发生断裂，所以大多植物DNA 提取缓冲液的pH 值为8.0，有的甚至为9.0。缓冲液中包含了大量的复合物，如 EDTA（乙二胺四乙酸）、SDS（十二烷基硫酸钠）、牛血清白蛋白（BSA）、β-巯基乙醇、谷胱甘肽、二硫苏糖醇（DTT）、抗坏血酸（Vc）、聚乙烯吡咯烷酮（PVP）、二乙基焦碳酸盐（DEPC）、溴化乙锭（EB）等（Hallick等1977）。但由于上述物质有些是抑制内切酶和非特异性核酸酶的，所以在其后的步骤中要将其除去。分离DNA 与蛋白质一般采用苯酚－氯仿抽取的方法。苯酚、氯仿对蛋白质均有极强的变性作用，而对DNA 无影响。下面的方法描述DNA 与污染物多糖的分离，也可用阴离子交换层析仪来进行。下面列出了3 种常见的分离植物总DNA 的方法。3 种方法溶解细胞膜和分离蛋白质的方法不同，各有其优、缺点。DNA制备

（一）植物总DNA的提取）CTAB 缓冲液方法：这是最广泛地用来分离植物DNA 的方法，对大多数植物种都适用，特别是当样本数量很小时。此法运用阳离子去污剂CTAB 溶解植物细胞膜，并与DNA 形成一复合物。其优点是不需要准备大量的植物组织，而且适合像叶、根、种子、胚、胚乳、花粉和悬浮培养的组织等多种类型的组织（Rogers，Bendch 1985）。另外，此法对样品数量的要求也不高，从小到毫克数量的标本（木乃伊、化石）到许多克的新鲜材料均可使用（Golenberg 等 1990；Rogers Bendch 1985）。A ：CTAB 的实验方法

1．材料（1）2 倍CTAB 缓冲液： 100 mmol／dm３Tris-HCI，pH 值 8．0 1．4mol／dm３NaCI 20 mmol／dm３EDTA 2％ CTAB（W／V）1％ PVP-360（W／V）0．2％ß-巯基乙醇（体积比，用前在通风橱中加）（2）清洗缓冲液： 76％乙醇 10 mmol／dm３乙酸铵（3）悬浮缓冲液： 10 mmol／dm３乙酸铵 0．25 mmol／dm３EDTA，pH 值 8． 2．步骤

1）加热分离缓冲液、研钵、研杵到60℃。

2）在热研钵中放人0．5～1．5g 新鲜或冰冻的叶子，用7．5ml 2 倍CTAB 分离缓冲液研磨（可加些石英砂帮助研磨）。对冻干的组织用1 倍CTAB 缓冲液研磨。把研碎的组织倒入50ml 管中，再用0．5ml 2 倍CTAB 缓冲液冲洗研钵，将冲洗液加到管中。

3）将试管在60℃下放置30～60 分钟，然后轻轻振荡，使之充分混合后降至室温

4）在试管中加入10ml 氯仿－异戊醇（24：1）萃取液（如颜色深可再进行一次），轻轻摇晃使其混合，在室温下1500r／min 离心5 分钟，使其分相。

5）将上层的水相倒入－15ml 管中，加2／3 体积的冷异丙醇，轻轻混合以沉淀核酸。如果

看不到核酸沉淀，可在－20℃下放置20 分钟或更长时间。6）室温下 800r／min 离心 3～5 分钟，如果看不到小团或沉淀，可在－20℃下放置 20分钟再离心。

7）小心地倒掉上清液，不要倒掉核酸，这时的核酸一般松散地贴在管的底部，加 15ml清洗缓冲液，轻轻地旋转清洗沉淀物，15～20 分钟后核酸将变得更白。

8）室温下800r／min 离心5 分钟（如不充分，则加大离心速度或延长离心时间），倒掉清洗缓冲液，将管倒扣在纸巾上，让沉淀物干燥，小心不要让DNA 滑掉。

9）按沉淀物的大小用少量悬浮缓冲液（10～100 μl）悬浮DNA。l0）用100μg／ml RNAase 在 37℃下温育 30～60 分钟。11）如果组织包含单宁或其他次级产物，可以对 DNA 作进一步纯化（可用氯仿、苯酚纯化）。一些材料可能需要用氯铯（CsCl）梯度纯化。上述方法也可以进行改进，像巯基乙醇的浓度可以提高至 25mmol／dm３，也可加入 l％的抗坏血酸、DTT 等，CTAB 也可用 SDS 取代（Golenberg 等1990），也可用 TE（10mmol／dm３Tris-HCI，pH 值 8。0，lmmol／dm３EDTA）作悬浮缓冲液。B ：CTAB 沉淀法

1．材料 2 倍CTAB 分离缓冲液；沉淀缓冲液： 100 mmol／dm３Tris-HCI，pH 值 8．0；20 mmol／dm３EDTA；2％CTAB（w／V）。2．步骤

1）与A中前4 个步骤同。

2）吸取上层水相，将其例入一个15ml 管中。

3）加 3 倍体积的沉淀缓冲液，使NaCI 的浓度减少到 0．35mol／dm３，室温下放置 30分钟。

4）室温下 2 000r／min 离心 5 分钟，以沉淀 DNA。

5）根据沉淀物的大小，用少量的悬浮缓冲液（10～100μl）悬浮DNA。6）虽然氯仿或苯酚提取DNA 是有效的，但是对那些包含单宁或其他次级产物的组织，可以在氯化铯梯度上进一步纯化。

（二）从植物组织提取基因组DNA

1、材料

水稻幼苗或其它禾本科植物，李（苹果）幼嫩叶子。

2、设备

移液器，冷冻高速离心机，台式高速离心机，水浴锅，陶瓷研钵，50ml离心管（有盖）及5ml和1。5ml离心管，弯成钩状的小玻棒。

3、试剂

1）提取缓冲液Ⅰ：100mmol/L Tris·Cl, pH8。0, 20mmol/L EDTA, 500mmol/L NaCl, 1.5%SDS。

2）提取缓冲液Ⅱ：18。6g葡萄糖，6。9g二乙基二硫代碳酸钠，6。0gPVP，240ul巯基乙醇，加水至300ml。3）80：4：16/氯仿：戊醇：乙醇 4）RnaseA母液：配方见第一章。

5）其它试剂：液氮、异丙醇、TE缓冲液，无水乙醇、70%乙醇、3mol/L NaAc。

4、操作步骤：

（一）水稻幼苗或其它禾木科植物基因组DNA提取

1）在50ml离心管中加入20ml提取缓冲液Ⅰ, 60℃水浴预热。2）水稻幼苗或叶子5-10g, 剪碎, 在研钵中加液氮磨成粉状后立即倒入预热的离心管中, 剧烈摇动混匀, 60℃水浴保温30-60分钟(时间长,DNA产量高), 不时摇动。

3）加入20ml氯仿/戊醇/乙醇溶液, 颠倒混匀(需带手套, 防止损伤皮肤)，室温下静置5-10分钟, 使水相和有机相分层(必要时可重新混匀)。

4）室温下5000rpm离心5分钟。

5）仔细移取上清液至另一50ml离心管,加入1倍体积异丙醇,混匀,室温下放置片刻即出现絮状DNA沉淀。6）在1.5ml eppendorf中加入1ml TE。用钩状玻璃棒捞出DNA絮团,在干净水纸上吸干,转入含TE的离心管中,DNA很快溶解于TE。7）如DNA不形成絮状沉淀,则可用5000rpm离心5分钟, 再将沉淀移入TE管中。这样收集的沉淀,往往难溶解于TE,可在60℃水浴放置15分钟以上，以帮助溶解。

8）将DNA溶液3000rpm离心5分钟, 上清液倒入干净的5ml离心管。9）加入5μl RNaseA(10μg/μl), 37℃ 10分钟, 除去RNA(RNA对DNA的操作、分析一般无影响，可省略该步骤）。

10）加入1/10体积的3mol/L NaAc及2×体积的冰乙醇,混匀,-20℃放置20分左右,DNA形成絮状沉淀。

11）用玻棒捞出DNA沉淀,70%乙醇漂洗,再在干净吸水纸上吸干。12）将DNA重溶解于1ml TE,-20贮存。

13）取2μl DNA样品在0。7% Agarose胶上电泳, 检测DNA的分子大小。同时取15μl稀释20倍, 测定OD260/OD280, 检测DNA含量及质量。

[注意] 5g样品可保证获得500μg DNA, 足供RFLP、PCR等分析之用。

（三）从李(苹果)叶子提取基因组DNA 1）取3-5克嫩叶, 液氮磨成粉状。

2）加入提取缓冲液Ⅱ10ml, 再研磨至溶浆状。10000rpm, 10min。3）去上清液,沉淀加提取液Ⅰ20ml, 混匀。65℃, 30-60min, 常摇动。4）同本节

（一）中步骤3-13操作。二 从动物组织提取基因组DNA

（一）动物组织提取基因组DNA

1、材料

哺乳动物新鲜组织。

2、设备

移液管、高速冷冻离心机、台式离心机、水浴锅。

3、试剂

1、分离缓冲液：10mmol/L Tris·Cl pH7。4, 10mmol/L NaCl, 25mmol/L EDTA。其它试剂：10% SDS，蛋白酶 K(20mg/ml或粉剂)，乙醚，酚：氯仿：异戊醇(25：24：1)，无水乙醇及70%乙醇，5mol/L NaCl，3mol/L NaAc，TE。

4、操作步骤：

1）切取组织5g左右,剔除结缔组织,吸水纸吸干血液,剪碎放入研钵(越细越好)。

2）倒入液氮,磨成粉末,加10ml分离缓冲液。3）加1ml 10% SDS, 混匀,此时样品变得很粘稠。

4)加50ul或1mg 蛋白酶 K, 37℃保温1-2小时, 直到组织完全解体。

5)加1ml 5mol/L NaCl, 混匀,5000rpm离心数秒钟。

6)取上清液于新离心管，用等体积酚：氯仿：异戊醇(25：24：1)抽提。待分层后,3000rpm离心 5分钟。

7)取上层水相至干净离心管, 加2倍体积乙醚抽提(在通风情况下操作)。8)移去上层乙醚,保留下层水相。

9)加1/10 体积3mol/L NaAc, 及2倍体积无水乙醇颠倒混合沉淀DNA。室温下静止10-20分钟，DNA沉淀形成白色絮状物。10)用玻棒钩出DNA沉淀,70%乙醇中漂洗后,在吸水纸上吸干,溶解于1ml TE中,-20℃保存。

11)如果DNA溶液中有不溶解颗粒,可在5000rpm短暂离心,取上清;如要除去其中的RNA,可加5μl RNaseA(10μg/μl), 37℃保温30分钟, 用酚抽提后, 按步骤9-10重沉淀DNA 12）以分光光度计测定DNA 的浓度（260nm），260／280nm 的光密度比值应在 1．8 以上，否则提示可能有蛋白质或苯酚的污染。13）以TE 溶液将DNA 样品稀释成所需的工作液的浓度。

14）取2μl 左右的样品进行电泳检测，以判断 DNA 是否有降解以及是否需要消除RNA(二）微量动物组织样品的总DNA 提取方法

从微量组织中提取DNA 的方法是1989 年由Singer-Sam（Walsh 等1991）发展起 的。此方法的基本原理是采用 BioRad Chelex 100（一种螯合剂）提取DNA。此方法简便

快速，提取后的DNA 样品可以直接作为PCR 的模板。具体的操作步骤如下：

1）取一小块冰冻的组织（少于1mg，可用经消毒的枪头钻取），或1～3 根带有毛根的毛发（需先经 90％、70％的乙醇和灭菌水依次清洗，并剪去毛干部分），或 1～5μl 血液，加入经过高温消毒的离心管中。离心管内事先加入 500μl 5％的Chelex 溶液。

2）将样品管在56℃下放置1 小时或更长时间，直至组织样品成粉末状（不同组织所需时 间各不相同）。3）在振荡器上振荡10～15 秒钟。4）在 95～100℃下煮 15～40 分钟。5）在振荡器上振荡10～15 秒钟。

6）将样品管在4℃下保存，进行PCR 反应之前再次离心，使Chelex 颗粒沉淀。取上清液（1～10μl）作为DNA 模板。

（三）陈旧、古老DNA 样品的提取方法

对于陈旧、古老DNA 的研究始于80 年代中期。1985 年，Paabo 采用克隆的手段首次从古埃及木乃伊中提取并测定了一段DNA 序列。然而，较为广泛地开展对古老DNA 的研究是在多聚酶链式聚合反应（PCR）发明以后才开始的（Mullis，Fallona 1987）。

经过一定时期的物理、化学作用（几十年至几百万年）的DNA 往往存在比较严重的降解，DNA 片段常常仅有几百个bp 的长度，并且可能存在碱基的修饰和一些抑制PCR 反应的物质。因此，在从陈旧或古老样品中提取DNA 时，最为关键的问题就是防止现代DNA 的 污染。进行DNA 提取操作的所有器皿、器械和试剂均要进行灭菌处理，提取过程应在超净台中进行。此外，提取时应设阴性对照，以监测是否存在外源DNA 的污染。下面介绍的是一种较为简便的提取方法。1）取样品少许（如哺乳动物的皮张可取 1cm × 1cm 见方的小块），用剪刀、手术刀等器械对样品表面进行处理，除去最容易遭受外来污染的表层。对于骨骼、琥珀等坚硬的样品则需要用小钢钻等特殊器械从内部取得样品。

2）经过表面处理的样品用90％乙醇、70％乙醇和去离子水依次进行清洗。

3）在灭菌的 Eppendorf 管中加入 200μl 去离子水、10μl 蛋白酶K（10mg／ml）和 1／10 体积的（20μl）10％的β-巯琉基乙醇。处理过的样品放入上述溶液前要尽可能剪碎。4）在56℃下消化48 小时。

5）样品管中加入等体积的5％～10％的Chelex100 溶液，在旋涡混合器上振荡5～10秒钟，然后在98℃下放置20～60 分钟。6）振荡混合5～10 秒钟，并使之冷却至室温。7）12 000r／min 离心 5～10 分钟。

8）小心取出上层清液，置另一干净的管中保存。

（三）细菌基因组DNA的制备

1、材料 细菌培养物。

2、设备

移液管, 高速冷冻离心机, 台式离心机，水浴锅。

3、试剂

1）CTAB/NaCl溶液：4。1g NaCl溶解于80ml H2 O,缓慢加入10g CTAB,加水至100ml。

2）其它试剂：氯仿：异戊醇(24：1)，酚：氯仿：异戊醇(25：24：1)，异丙醇，70% 乙醇，TE，10% SDS，蛋白酶 K(20mg/ml或粉剂)，5mol/L NaCl。

4、操作步骤：

1）100ml 细菌过夜培养液, 5000rpm离心10分钟, 去上清液。2）加9。5ml TE悬浮沉淀, 并加0。5ml 10% SDS, 50μl 20mg/ml(或1mg干粉)蛋白酶 K, 混匀, 37℃保温1小时。3）加1。5ml 5mol/L NaCl, 混匀。

4）加1。5ml CTAB/NaCl溶液, 混匀, 65℃保温20分钟。5）用等体积酚：氯仿：异戊醇(25：24：1)抽提, 5000rpm离心10分钟, 将上清液移至干净离心管。

6）用等体积氯仿：异戊醇(24：1)抽提, 取上清液移至干净管中。7）加1倍体积异丙醇, 颠倒混合, 室温下静止10分钟，沉淀DNA。8）用玻棒捞出DNA沉淀, 70%乙醇漂洗后, 吸干,溶解于1ml TE,-20℃保存。如DNA沉淀无法捞出,可5000rpm离心, 使DNA沉淀。9）如要除去其中的RNA, 可以按本章第三节中操作步骤处理。

（五）真菌DNA的提取

1）取真菌菌丝0。5g, 在液氮中迅速研磨成粉； 2)加入4mL提取液，快速振荡混匀；

3)加入等体积的4mL的氯仿：异戊醇(24：1)，涡旋3～5min（此处是粗提没有加酚，可以节约成本的哟！）； 4)1000rpm，4℃，5min；

5)上清用体积的氯仿：异戊醇(24：1)再抽提一次（10,000 rpm，4℃离心5 min）；

6)取上清，加入2/3倍体积的-20℃预冷异丙醇或2。5倍体积的无水乙醇沉淀, 混匀, 静置约30 min；

7)用毛细玻棒挑出絮状沉淀, 用75%乙醇反复漂洗数次, 再用无水乙醇漂洗1次, 吹干，重悬于500 ；

8)加入1 ul RNaseA（10 mg/mL），37℃处理1 hr；

9)用酚（pH8。0）：氯仿：异戊醇(25：24：1)和氯仿：异戊醇(24：1)各抽提1次（10,000 rpm，4℃离心5 min）；

10)取上清，1/10V 3M NaAc,2。5V体积的无水乙醇,-70℃沉淀30 min以上；

11)沉淀用75%乙醇漂洗，风干, 溶于200 ulTE中，-20 ℃保存备用。RAN提取

(一）细菌RNA的制备 1）菌体培养简略。

2）离心收集菌体菌体 经离心（5000g，5min）后，悬浮于终止缓冲液中（200mM Tris-HCl，pH8。0;20 mM EDTA;20 mM Na2N3;20 mM 金精三羧酸(ATA)）3)菌体裂解

加入STET缓冲液(8% 蔗糖;5% Triton X-100;50mM EDTA;50mM Tris-HCl pH 7。0)悬浮加入0。2 M 的VRC(0。2M和10 mM的氧钒核苷复合物)4)RNA提取 加入0。5 V的苯酚振荡1 min,0。5 V氯仿振荡1 min,10 000 g, 10 min,水相加入1/10 V的NaAc, 2 V的无水乙醇10000 g, 10 min沉淀溶于0,2 M 的VRC,以酚-氯仿抽提两次 5)RNA纯化 重溶沉淀于DEPC(焦碳酸二乙酯)处理的水中,加入CsCl溶液,于室温离心(200000 g,1 h)回收RNA沉淀,溶于DEPC处理的水中,加入1/10 V的3 M的NaAc, 2 V的乙醇,离心后 6．RNA的溶解 将RNA沉淀溶于水中(二)植物组织细胞RNA的制备 1)细胞处理： 将植物组织置于液氮中冻结，研成粉末，加入匀浆缓冲液，高速匀浆，后高速离心（20000g，10 min）2)RNA提取：上清液中加入皂土(4%),等体积的酚,低温振荡5min，200000 g, 10 min 3)重复该步骤一次 4)RNA沉淀： 于上清液中加入KAc至终浓度为0。2 M,加两倍体积 的无水乙醇,于0oC 30 min，30000g,20 min 5)RNA的溶解：沉淀溶于水中或TE缓冲液(三)哺乳动物细胞质RNA的制备 1)细胞培养： 人工组织培养2)细胞裂解：以含磷酸缓冲液（PBS）的生理盐水洗细胞悬浮于预冷的溶胞缓冲液中，加入24%的蔗糖，1%的NP-40溶胞缓冲液 3)去蛋白： 加入Protease K，于37 ºC温育30 min，酚抽提 4)去DNA：乙醇沉淀,悬浮于DNA消化液(DNase I, 0.2% SDS)5)沉淀RNA： 加入终浓度为0。3 M的NaAc, 2V 无水乙醇于-20 ºC 2 h, 离心收集RNA。

（四）真菌菌丝的总RNA的提取

RNA提取缓冲液（CTAB）：2% CTAB（W/V），2% 聚乙烯吡咯烷酮PVP（W/V），100 mM Tris-HCl（pH8.0，DEPC处理的水配置），25mM EDTA, 0.5g/L 亚精胺Spermidine，2.0M NaCl，2%巯基乙醇（V/V，使用前加入）。由于在高温灭菌条件下，Tris-HCl要和DEPC发生反应，所以配RNA提取缓冲液时直接用DEPC 处理的水配制即可。SSTE：1 M NaCl，0.5% SDS（W/V），10 mM Tris-HCl pH8。0，1。0 mM EDTA 10M LiCl 直接用蒸馏水配10M LiCl，加1‰的DEPC过夜后，高温灭菌。

3M NaAc 氯仿：异戊醇（24：1）酚（pH4.5）：氯仿：异戊醇（25：24：1）DEPC处理水 用1‰的DEPC处理蒸馏水过夜，高温灭菌 无水乙醇 70%酒精。

1）实验开始前将RNA提取液于65℃水浴锅中预热，离心管中加入ME（巯基乙醇）（10mL 加80ul，50mL中加入300ul）；

2）取约0.8g菌丝体（液体培养获得的菌丝用真空抽滤即可！固体培养就更好说了），在液氮中迅速磨成精细粉末，装入50 mL离心管，按1g材料8mL的量加入预热的RNA提取液，颠倒混匀； 3)65℃水浴3-10 min，期间混匀2-3次；

4）加入等体积的酚（注意是酸酚pH4.5）：氯仿：异戊醇（25：24：1）抽提（10,000 rpm，4℃，5 min）；

5）取上清，等体积的氯仿：异戊醇（24：1）抽提（10,000 rpm，4℃，5 min）；

6)加入1/4V体积10M LiCl溶液，4℃放置6hr以上(或过夜)； 7）10,000 rpm，4℃离心20 min； 8）弃上清，用500 ulSSTE溶解沉淀；

9）酚：氯仿：异戊醇（25：24：1）抽提两次, 氯仿：异戊醇（24：1）抽提1次（10,000 rpm，4℃，5 min）； 10）加2V体积的无水乙醇，在-70℃冰箱沉淀30 min以上； 11）12,000 rpm，4℃离心20 min；

12）弃上清。沉淀用70%酒精漂洗一次，干燥； 13）加200 ul的DEPC处理水溶解；

14）用非变性琼脂糖凝胶电泳和紫外分光光度计扫描检测RNA的质量（在抽提过程中，若蛋白质含量或其它的杂质还较多，可以增加抽提次数）； PCR 小量制备法

此方法的优点是一次可以提纯很多样品，比较快速，而且小于10mg（50mm）的新鲜叶子材料就可以产生足够的DNA，产生的DNA 对杂交实验是可用的（Millgan 1992）。这个方法存在的问题是DNA 沉淀物可能不够紧密，或不一定能形成一紧密的DNA 沉淀。1.材料

分离缓冲液：200 mmol／dm３Tris-HCI，pH 值 8．0；250 mmol／dm３NaCI；25 mmol／dm３EDTA；0．5 ％ SDS。2.步骤

（1）用1．5ml 离心管研磨小的组织样品。可取管口大小的新鲜叶子（＜10mg），冻在液氮中的叶子也可用。

（2）在研碎的样品中加 400μl 的分离缓冲液，用适合的速度涡旋 10 秒钟，以分散开样品。（3）在室温下将1．5ml 离心管中样品离心 12～15 分钟，沉淀细胞内物质。（4）搜集300μl 的上清液，弃去沉淀。（5）在上清液中加300μl 预冷异丙醇，倒转样品1～3 次，使之充分混合，在室温下至少放置5 分钟。

（6）将微离心管中的样品在室温下离心20 分钟，以搜集沉淀的DNA。（7）弃去上清液，用300μl 80％的乙醇室温下沉淀 10 分钟。（8）室温下离心样品12 分钟，弃去上清液。

（9）用300μl 80％的乙醇再洗后，室温下离心 5 分钟，弃去上清液。

（10）室温下干燥样品1 小时或将样品放过夜。（11）用 100μl TE 悬浮样品。

第三篇：RNA抽提知识

RNA抽提

1：RNA抽提原理

简单地讲，RNA抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。裂解是使样品中的RNA游离在裂解体系中的过程，纯化则是使RNA与裂解体系中的其它成分，如DNA、蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。Trizol试剂的出现基本能解决绝大部分样品RNA抽提，该方法已经成为了 RNA 抽提的主流。

2：了解你的实验样品

如果你研究某个实验样品，并且要抽提它的RNA，以下的信息一定要先行收集：该样品的RNA含量、酶含量、特殊杂质含量。如果你对样品的特点一无所知，当样品稍微有一点复杂时，抽提RNA的实验就会碰到许多问题。以血液为例，如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右，而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组 DNA，怎么可能成功？失败了又怎么知道原因所在？同时，只有对实验样品有所了解，才能正确选择抽提方法。但同时提醒的是：没有信息是可怕的，更可怕的是将错误的信息当真的了。

3：实验样品量的取用

样品与Trizol的比例。这个问题非常重要，应该获得足够的重视。Trizol的Protocol，提供了一个简单的比例，1ml 裂解液可以用于 50-100mg 组织或5-10X106个细胞；我的建议是，样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大，并没有具体的说法。如果不是样品量有限，则以能抽提出满足数次成功实验所需的RNA，作为决定样品起始量的基础，会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品，就一定使用 100mg 样品。裂解液的用量，表面上与抽提的结果(纯度及得率)没有关系，然而，在实际操作中，对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是：确保能彻底裂解样品，同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低，将导致沉淀效率低，影响得率；浓度过高，去除杂质的过程复杂且不彻底，导致纯度下降。不同得样品其RNA含量差别很大。高丰度(2-4ug/mg)的如肝脏，胰腺，心脏，中丰度(0.05-2ug/mg)的如脑，胚胎，肾脏，肺，胸腺，卵巢，低丰度(<0.05ug/mg)的如膀胱，骨，脂肪。考虑后续实验，一般情况下，高丰度的样品取用量大概是10-20mg/ml Trizol,中丰度样品50mg/ml Trizol,低丰度样品我们可以根据客户提供的实验样品量酌情取用。重申一下，不是越多越好，在考虑样品在1ml Trizol里能充分裂解的同时，还得考虑大量的样品可能也会带来大量的杂质！利用Trizol试剂抽提血清样品时，Trizol /血清比值不要小于7/3。石蜡样品由于RNA降解严重，含量大打折扣，所以取样时应该按低丰度样品原则取用。

3：裂解方法

裂解的目的就是破坏细胞的结构，释放出里面的RNA，使其溶解于裂解液中。绝大部分样品的裂解，比如冻存的细胞，心、肝、脾、肺、肾等，利用Trizol试剂，普通的匀浆方法就可以达到满意的效果！但是如果碰到比较特殊的样品，我们可能要附加一些其他的辅助手段。1）骨骼。骨骼组织质地坚硬，普通的匀浆器根本无法使其破碎，以致RNA不能完全释放溶解在TRIZOL试剂中，碰到这种类型的样品，我们必须先利用液氮把样品破碎成粉末状，Trizol悬浮混匀再利用Minibeadbeater匀浆5分钟。取上清, 2000g 4℃离心5min再取上清 去沉淀。2）细菌 Trizol虽然对细胞的裂解效果出众，但是对细菌坚韧的细胞壁还是无可奈何，这时我们可以利用超声来辅助破壁。将细菌重悬于300ul的Trizol中，置于Bioruptor冰水浴中，M 档 30s “on”、30“off”超声处理1—2 min.取出用Trizol将体积补至1ml。3)酵母 酵母细胞跟细菌一样，还是因为细胞壁的原因，不能充分裂解。Zymolyase在37℃ 40分钟可以很好的消化掉酵母细胞壁，这里需要提醒的是消化缓冲液不能有外源性RNA酶污染，最好附加使用RNA酶抑制剂，做好了这点就不用担心这步有RNA降解的问题。4）石蜡包埋样品 石蜡包埋的组织样品在加Trizol裂解前必须先脱蜡，脱蜡的效果直接影响后续实验，所以我们为使脱蜡充分，选用高温脱蜡与二甲苯脱蜡相结合的两步脱蜡法。脱蜡后加入Trizol匀浆。5）脂肪 脂肪组织可以直接用Trizol 匀浆，这里需要提醒的是脂肪组织匀浆后，需室温静置5min，再室温7500g 离心5分钟，去除上面的脂肪层再继续后续实验！

4：分相

Trizol里含有的物质之一“酚”去除蛋白质是有一定的饱和度的。超过了该饱和度，裂解体系中的蛋白质不会被一次去除，裂解匀浆后的样品，按1ml Trizol 加200ul 的氯仿，震荡离心，绝大部分样品在这一步是不需要用特殊方法对待的，但对于蛋白含量比较高的组织样品必须要二次抽提，甚至多次抽提方可彻底去除。这里要着重提到的是血清样品！离心分相后，取上清这一步是分相实验的操作难点，一定要谨慎，万不可混入有机相污染，原则是宁缺勿滥！

5:异丙醇的沉淀

异丙醇的沉淀，目的是使RNA从裂解体系中沉淀下来，从而实现RNA与其它杂质 – 主要是盐 – 的分离。实际操作中，有的杂质也会与RNA一起被醇沉淀下来，尤其是当其它杂质的浓度也比较高的时候。异丙醇的沉淀并不是非常特异性的，有机大分子及一些盐，当浓度达到一定水平后，都可能同步被沉淀下来。在不影响后续实验的情况下，我们是可以忽略这些盐污染。有些实验样品，由于前期用药物或某种方法处理过，导致会残留有一些特殊的杂质，之所以残留，往往是因为这些杂质与RNA有一些相似性：你沉淀我沉淀，你吸附我吸附。这些特点决定了它们往往是非常强的酶抑制剂，对后续实验影响非常大。这里介绍有几种方法除去这些杂质：1）TRIzol 提供的一个沉淀方案：一半异丙醇加一半高盐溶液替代纯粹的异丙醇，可以大大降低多糖残留。2）介质纯化：遇到一些与RNA共同沉淀下来且影响后续实验的一些杂质，可以利用BioMag公司提供的连有 Oligo dT的磁珠纯化出总RNA中的mRNA，这个方法优点是基本能解决绝大多数有杂质污染的总RNA（目前没有遇到这种方法处理不了的），缺点是成本比较高。对与RNA含量少的样品，直接异丙醇沉淀得率会很低，而且基本看不见沉淀物，这也会给后续的操作带来很大的麻烦，进一步损失RNA。遇到这种情况我们可以使用一种媒介(Golycogen)跟RNA共同沉淀下来，这种媒介物质既能很好的跟RNA共同沉淀下来，又不会影响后续实验。不要迷信试剂说明书里的标准方法；有时，使用标准方法碰到问题在标准方法中是找不到答案的，要具体问题具体分析。

6：洗涤

洗涤注意四点：首先一定要将沉淀悬浮起来；第二就是要有一定的时间，尤其是当RNA沉淀比较大时 ；第三是少量多次；第四则是去上清要彻底。在异丙醇沉淀后，绝大多数时是能看见管底的白色沉淀，但还是有时候是看不见的，即使是加过Golycogen的。遇到这种情况不要慌，没看见不等于没有，遇到这种情况可以先用移液器小心的吸去上清，注意枪头不要碰到管壁。加入75%乙醇，上下颠倒几次，短暂离心后用移液器吸去上清，同时仔细观察管壁是否有挂液。如果有，那没问题，可以确定沉淀都附在管壁上了。

7：RNA的溶解和保存

纯化后的RNA溶解以水为主，用无Rnase酶的水溶解的RNA基本上还算稳定，其稳定与温度成反比，与浓度成正比。所以抽提好的RNA应尽快保存在-70℃，避免反复冻融，同时注意不要把浓度稀释的太低，大概保持在1000ng/ul。如果温度合适，保存中RNA发生降解或者消失，其原因应该是酶残留导致的酶解。

8：RNA质量的检测问题

将抽提好的RNA直接用于后续的实验，是唯一可靠的检测方法；除此之外的检测方法，都是相对的，不可全信。目前实验室用于正式实验前检测RNA质量的方法，一是电泳，二是NANO-Drop。电泳检测的主要是RNA的完整性和大小，该方法还是比较可信的；同时电泳还可以用于估计核酸的浓度，其准确度与经验有关；另外，电泳也可能提供某些杂质污染的信息，但是同样与经验有关。NANO-Drop检测的是纯度和核酸含量。然而，由于NANO-Drop不能确保非常准确，所以，提供的结果并不十分可信。一般讲，同时进行NANO-Drop检测和电泳检测，综合二者的结果，可以做出一个更合理的判断。但由于这两个方法都有缺陷，所以，即使出现坏的结果能用于后续实验而好的结果却不能用于后续实验，也不用大惊小怪。（A260/A280 比值低 – 蛋白质残留但更可能是苯酚残留。A260 值提示的含量与电泳检测时提示的含量有可见的误差可初步判断是苯酚残留。）

第四篇：小鼠基因组DNA抽提原理、仪器试剂和操作步骤

小鼠基因组DNA抽提原理、仪器试剂和操作步骤

一、原理与意义

先用细胞裂解液对已制备好的组织匀浆充分裂解，然后用蛋白酶去除其中的蛋白，再用氯仿一次抽提（无需用酚抽提）、预备液沉淀、RNase去除 RNA、乙醇再沉淀即可得到完整DNA。该方法适用于从人或动物的各种组织、血液、培养细胞、G+/G-细菌中快速抽提基因组DNA。抽提出来的DNA能用于几乎所有的分子生物学实验，如DNA梯度分析、PCR、限制性内切酶反应、克隆、Southern Blot分析等。

二、试剂及其配制

抽提试剂盒购于上海生工公司，内含以下试剂：

1、TE缓冲液：PH8.0，由10 mM Tris HCl和1 mM EDTA配成。

2、RNase A（3 mg）：使用前加入300 ul无菌双蒸水，煮沸10 min后使其自然冷却后使用，-20 ℃冻存。

3、Proteinase K（12 mg）：使用前加入600 ul无菌水，分装成小份，-20 ℃冻存。

4、Cell Lysis Solution与Precipitation Solution：溶液出现絮状沉淀50 ℃加热溶解后使用。5、1.2 mol/L NaCl。冰冷乙醇和氯仿自备。

三、实验器材

水浴锅、普通冰箱、1.5/2 ml离心管、移液器及枪头、紫外分光计、离心管架、剪刀、镊子、滤纸等。

四、操作步骤

1、组织匀浆制备：取30 mg左右新鲜组织，加600 ul TE缓冲液，手工匀浆数次。

2、细胞裂解：吸取300 ul匀浆加600 ul Cell Lysis Solution，混匀。

3、消化蛋白：再加入9 ul Proteinase K（可适当增加）混匀，置于55 ℃水浴30 min以上（可达2.5 h），其间上下混匀几次。

4、氯仿抽提：加入600 ul氯仿（用户自备），轻柔上下混匀，不能太剧烈，以保证DNA的完整性。

5、沉淀：在台式离心机上，10000转/分，室温离心2 min。此时应分成三层，基因组DNA在上层中，如未能分层，表明样品与氯仿未混匀（可通过延长离心时间或增加离心速度获得上清）。取500 ul上清液，置于无菌1.5 ml离心管中，加入500 ul Precipitation Solution，混匀多次至出现絮状物，室温静置2 min。10000转/分，离心2 min。

6、去除RNA：弃除上清，注意不要倒掉沉淀，立即加入100 ul 1.2 mol/L NaCl，轻轻振荡直至DNA样品完全溶解，加入3 ul RNase A，置于37 ℃ 10 min，以去除RNA。

7、沉淀DNA：加入300 ul冰冷乙醇（终浓度为75%，沉淀效果最佳），-20 ℃放置10 min。10，000转/分，离心2 min。倒掉乙醇，倒置室温干燥10~15 min。若DNA量多，可再重复沉淀一次。DNA用TE缓冲液或100 ul三蒸水溶解。

五、注意事项

1、应避免多次冻融样品，因为每次冻融都大大降低完整DNA的产率。

2、加氯仿充分混匀，若离心后上清不到500 ul，可适当延长离心时间或增加离心速度。

3、吸取DNA上清时，可用剪刀稍剪枪头尖部，以防止虹吸现象。

4、操作步骤中许多数值可进行成比例改变，如上清与预备液按1：1，氯化钠与无水乙醇按1：3等。

5、转录活性很高的组织或细菌中通常含有大量的RNA，他们可能与DNA一起被分离出来。RNA的存在并不影响PCR反应。如果需要制备RNA-free的基因组DNA。可在第6步加入200 ul的RNase A，37 ℃保温10 min即可。

6、用分光光度计测量DNA含量按1 OD260=50 mg基因组DNA；进行0.7%琼脂糖凝胶电泳判定DNA的完整性，也可以判定样品中是否有RNA。本试剂盒可抽提长抵达50kb以上的DNA。一般在 DNA样品，OD260/OD280比值大于1.8，可能存在RNA；OD260/OD280比值小于1.6，可能存在蛋白质或酚。但RNA样品中 OD260/OD280比值小于2可能存在蛋白质或酚，均需要进一步纯化。

7、通常50ul体系PCR反应中用1~5 ul DNA。

第五篇：酵母抽提物生产流程

酵母提取物

前处理和自溶：

废酵母→清水洗涤→过滤→酵母泥→加水调至含干酵母10％～15％→调pH至4．5→夹层热保温45℃～55℃→自溶24小时。

自溶期间每隔1小时开动搅拌2～5分钟，搅拌有利于酶类和酵母内大分子物质充分接触，提高单位接触面底物的浓度，从而加快细胞内酶的反应速度。

为了加速细胞的自溶，还可添加2％～3％的氯化钠，其对提高抽提物得率和上清液氨基氮含量有一定促进作用。

酶解：

自溶结束后，在自溶酵母液中加入0.2％复合酶，调整物料pH为7．0，在50℃条件下酶解24小时。酶解结束后，经纳米对撞机在150MP～200MP下进行破碎。其作用原理是：物料形成150MP以上的高压射流，经分流装置被分成两股，然后，两股高压射流体在一个腔体内发生对撞，产生瞬时高压使振荡片振荡，形成频率高达20000赫兹以上的超声波，酵母细胞在对撞和超声波的强大压力的共同作用下发生纳米级破碎。经纳米对撞机处理后，用显微镜检测，混合物料中大多数为空腔细胞和大量碎片，酵母细胞壁的破碎率可达97．9％，抽提物得率为91．8％。破碎液经进一步纯化、浓缩后可制得淡黄色的胶木抽提物制品。

采用上述方法制得的酵母抽提物，肌苷酸（I）含量为1．27g／100g，鸟苷酸（G）含量为1．498g／100g牞（I＋G）为2．76g／100g。与日本日研公司同类产品相比，指标分别提高294．4％、626．82％、413．96％。具体工艺：废酵母预处理【120目过筛→脱苦→调整母液浓度(10%~15%)→加促进剂（2%Nacl）→自溶（温度50℃，pH5.2～6.0，24h）】→酶解（0.2%,pH7.0，50℃，24h）→纳米对撞机破碎（150MP～200MP，循环2～4次）→加麦芽根酶解酶（70℃，3～4h）→加热灭酶（95℃，10分钟）→离心分离→酵母上清液浓缩→酵母抽提物产品。

以上所述啤酒酵母抽提物的提取技术，其关键点是将传统的自溶、酶解方法与先进的纳米破碎技术相结合，利用高压撞击作用破碎酵母细胞壁，从而使其内容物最大限度溶出，提高制品中氨基酸含量。