标本溶血处理流程20110531

第一篇：标本溶血处理流程20110531

上门体检客户血标本溶血处理流程

为进一步做好精心优选寿险客户上门核保体检服务，预防血标本溶血情况的发生给客户带来的不便，特拟定标本溶血问题处理流程，以规范操作。

一、合作检验机构发现标本溶血和检验结果异常，首先向亲情健康客服报告*，客服人员接到报告立即向亲情健康医务主任*报告，由医务主任向合作检验机构了解可能的溶血原因和对检验结果的影响程度等相关问题；

二、亲情健康医务主任致电人保核保人员报告事情经过，并从医学临床角度提出是否需要复检的建议；

三、人保核保人员根据检验结果对核保结论的影响程度，初步作出是否重新采血的决定，将意见向慕再和总公司汇报，听取意见和建议，经过合作方协商研究，最后做出是否复检和复检项目的决定，如需重新采血，致电告知明亚保险经济公司客服*；

四、由明亚保险经济公司客服人员通知当地业务经理，转告客户并解释重新采血的原因，征得客户的同意；

五、人保寿险核保人员收到明亚保险经济公司业务经理客户同意复检的反馈，邮件告知亲情健康客服人员，确定客户复检预约方式，由客户再次与亲情健康预约复检，或由亲情健康致电客户或业务员，客户需了解原因时解释核保要求重新采血的理由和决定，并约定重新采血的时间。

六、亲情健康协调医核员对客户进行重新采血送检，并将化验结果数据录入慕再核保系统。原件快递人保。

七、上门体检的医核人员在未明确标本溶血原因的情况下，不得擅自向任何人员解释。

八、标本溶血原因以外的其它任何标本问题，也按上述流程处理。

注：

1、亲情健康客服电话：4006509679

2、明亚保险经济公司客服电话：4008110606

2011-5-31

第二篇：标本溶血原因分析

标本溶血原因分析及对策

我院于2004年3～7月份临床科室对采血的血样标本的溶血情况进行了分析，对溶血产生的原因提出了相应的预防措施，现报告如下。1 临床资料

我院自2004年3～7月份共采集血标本6420例，溶血50例，对每一份标本溶血的原因进行分析，分别对病人的情况、抽血所用器具、抽血操作方法及标本的存放、送检等各方面进行追查。不同原因造成的标本溶血情况，见表1。

表1 不同原因造成的标本溶血50例情况原因 略 通过调查发现造成标本溶血的原因主要有以下几点。

2.1 操作不当 在发生溶血的50例标本中，大部分与抽血困难有关。其低血容量25例，新生儿10例。（1）给这些病人采集血样标本时，操作者多将止血带扎的时间过长、过紧，再加上用力拍打穿刺部位。（2）将空针一次抽到510ml处，等待血液靠负压进入注射器中。（3）由于针头固定不好，使针头斜面贴于血管壁上，造成血液中混有大量的泡沫。（4）操作者没有按操作规程执行，将血沿血管壁缓慢注入，而是注入速度太快。造成泡沫与血液一同注入试管，从而造成溶血。（5）操作者过于用力晃动标本瓶，造成溶血。

2.2 标本容器不合格 空针质量不过关，密封不好，造成溶血。

2.3 标本冻结 将标本置于窗台上，没有及时送检，由于温度太低造成冻结。3 对策

（1）加强操作者的责任心，一定按操作规程操作，将所采血沿血管壁缓慢注入，同时要轻轻摇匀。（2）尽量及时送检，要放在远离气低温的地方。（3）在操作时，尽量减少扎止血带的时间，不要用力拍打所抽部位，如:血管隐藏不清。可用热敷，让病人休息片刻，重新选择穿刺部位。（4）注意 加强医药管理，防止劣质空针的采用。

第三篇：标本处理

[QUOTE=锦瑟]

病 人 的 准 备

有很多检验项目，如果病人准备不当，分析结果则无价值，甚至于造成临床上的混乱。医生、护士和检验人员有责任将该项检验病人准备 的要点，用有效的方法告知病人，嘱病人遵照执行。

（一）生理因素的影响：

1．运动：强烈的肌肉运动明显影响体内代谢，暂时的变化是血清非酯化脂肪酸迅速下降，继而上升；丙酮酸、乳酸亦接着升高，后者可 高达300%（3倍）。由于呼吸急促，可使Pco2下降，而PH值升高。持续较长时间的变化，是由于肌细胞酶的释放引起血清CK、AST、LDH、ALP的升高，CK的峰值在11小时后，可达运动前的1倍，持续60小时后才恢复到原水平。运动对RBC、W BC、Hb测定明显影响，可造成假性升高。运动对检验结果的影响程度与个体平时有无体育锻炼及有无疾病有关。

为减少运动对检验结果的影响，一般主张在清晨抽血，住院病人可在起床前抽血，匆忙起床到门诊的病人应至少休息15分钟后采血。

2．精神因素：紧张、情绪激动可影响神经—内分泌功能，致使血清非酯化脂肪酸、乳酸、血糖等升高。

3．饮食：进食后对某些检验项目有明显影响，餐后对CHE、CK、GLU、TG等影响非常显著，但对TP、Aib、ALT、AS T、ALP、r—GT、LDH、AMY、Ca2+、BuN、CRE、choI、TBiL、DbiL等指标无明显影响。建议最好在 早晨空腹抽血，必要时在进食4—6小时后抽血，血脂检查必须空腹12小时后抽血（而且检查前三天禁食肉、蛋、奶），紧急及特殊病 人可根据需要随时抽血。

4．体位及采血部位：体位或采血部位的改变可引起某些检验项目指标的显著变化。站立（或用止血带）时水分会从血管内向组织间转移，大分子物质与大颗粒物质（如细胞）不能滤过而有一定程度的浓缩，但不影响低分子量物质（如GLU）。Staland（斯特兰德）比较了不得17项生化指标在立位与卧位的差别，其中有12项立位时高于卧位，具有显著性差异（P〈0·05〉，这些项目是：K +、Ca2+、P3+、Fe2+、TP、Aib、AST、ALP、ACP、Tchol、总脂。Na、Cl、BuN、Cr、GLU 差别不明显。国内研究也证实了体位变化对血脂成分的明显影响。为此建议，统一用坐位、不使用止血带来采血，以减少对 某些项目的影响。另外，中国血液病研究所杨天楹教授就耳血和指血采血对血液细胞成分的变化进行研究，认为手指（以无名指）血细胞 成分与静脉血接近，而耳垂血与静脉血具有非常显著差异（P〈0·01〉，差别最大可达2—3倍。建议进行血细胞计数时一律用手指 血。

5．时间：在一天之中，人的代谢总是波动的，其代谢率并非是一个水平。因此在一天中，不同时间对某些项目检测要有明显影响，如在 进行RBC、WBC等计数时，上午、下午波动范围很大。因此，为了反映病人的临床状态，建议下次复查时应在上次检查的同一时间进 行。

（二）药物的影响：

药物进入人体内引起的物理和化学变化是临床检验结果错误（非病理性异常值）的主要因素之一。药物本身或它的代谢产物，可以对化学 测定的任何步骤产生干扰。干扰可以由于药物本身物理性质，如药物本身有颜色或能发出荧光，或由于药物的化学性质，如有强还原性、与蛋白质结合成复合物及对酶的抑制作用等。药物也可以通过它的生理作用、药理及毒理作用改变生化参数。这类影响有的是治疗上需要 的，但有的是不需要的，即通常所说的副作用。

任何试验都有其固定的化学反应原理和条件。因药物的参与使反应和检测条件发生了改变，直接影响了结果的准确性。例如：先锋霉素类 药物可使血Cr比色测定时的最大吸收峰由505nm变为535nm而干扰Cr的测定，且药物的量与Cr的正误差呈正相关（药量越 大误差越大）。Vit—c对AST为正向干扰，对CK、LDH为负向干扰，且随Vit—c浓度的增高干扰越大。止血敏可使血清T G显著降低。安乃近对血清LDH、Pi、Cr呈正向干扰，对TC、TG、GLU、UA则呈负干扰。Gascon研究认为，病人给 予安乃近2h后血液中安乃近仍然干扰测定，因此建议在应用安乃近6h后采血测定。长期口服避孕药的妇女，由于肝酶的诱导合成增加，可使转氨酶、转肽酶及TG升高。近年来，利用氧化酶催化过氧化氢，以Tinder生成反应检测体内多种代谢物质浓度的方法已有 多种，如GLU、TC、TG、HDL—c等。由于某些药物有较强的还原性，易于反应中过氧化氢起作用，降低红色醌亚胺生成致使测 定结果偏低。如：

（1）葡萄糖+H2O+O2葡萄糖氧化酶葡萄糖酸+H2O2

（2）2H2O2+4-AAP+酚过氧化物酶红色醌+H2O

这类药物有Vit-c、Vit-B6、V-E、巯甲丙脯酸、地奥心血康、安乃近、酚酸乙胺、盐酸氯丙嗪、复方丹参、氨茶碱、左旋 多巴等。

日本学者研究认为，药物投给后，在血液中的最高浓度，可由尿中浓缩100-1000倍排出体外。目前常用的尿试纸试验，一直是限 于一定区域内的颜色变化来定性测定为阳性或阴性，异常着色尿对此有明显干扰。临床治疗药物所见的着色尿，常见的药物有：苯妥英钠、左旋多巴、核黄素、阿霉素、正定霉素、利福平、灭滴灵等。

青霉素对磺酸法、试纸法测定尿蛋白产生不同干扰，对于尿蛋白阴性可引起假阳性，而对于阳性者则可引起假阴性反应

不同浓度的Vit-c对尿糖、潜血、尿胆原等也有不同程度的干扰作用。

长期静脉点滴的病人留取标本时可使标本稀释，造成某些项目结果偏低。又因静点时高浓度的药物进入标本中，使许多检验结果发生巨大 变化。入：K+、Na+、Cl-、Ca2+、CO2-cp、GLU等，可因静点得到高出正常值1-10倍的结果。药物还可影响某 些酶的活性，如非那西酊可引起ALP、r-GT活性升高。杜冷丁类药物可引起唾液型淀粉酶活力上升，而致总淀粉酶活力升高。许多 药物的副作用使肝、肾、造血功能发生改变而引起检验结果异常。这种影响一旦出现，即使停药也不会很快使检验结果恢复正常。如大量 使用庆大酶素及抗肿瘤化疗药物时，常给肾脏造成损害，使尿中出现蛋白、管型等异常结果。有许多种药物，如红霉素、磺胺类、对氨基 水杨酸、性激素等50多种药物可引起肝功能异常等。因此当临床医生填写检验申请单时，一定要了解病人的用药种类和时间。用量较大，时间较短对检验结果有干扰，个别药物干扰时间还会更长。当检验结果与临床症状不符时，应结合分析这种现象产生的原因及了解纠正 的办法，特别应了解的是药物对哪些项目有影响。护士应避免在静点时和用药4h以内采取检验标本，必要时停药后再查，以防药物的干 扰作用。

[QUOTE=锦瑟] 标 本 的 采 集

要想测得的检验结果真实地反映病人的临床状态，送检标本的正确与否是一个关键因素。如果标本不符合要求，检验仪器再先进，技术再 好，测得再准确，其结果也是错误的。据统计，约有半数以上的异常结果，是由于标本不符合要求造成的。其常见的原因有：

1．标本采集不正确：

（1）应当空腹抽血但是实际上病人已经进食，这时候TG、CK、chE、GLU等检验项目有明显影响。

（2）病人输液过程中，从同侧肢体抽血，甚至从输液管中取“血”，抽出来的有一半是输进的液体，严重影响检验结果。

（3）抽血量不准确，如ESR测定，按要求抗凝剂与血液比例为1：4，总量为2·0ml，但实际工作中，很多标本不合格，不是未 加抗凝剂就是量不准（最多见是血量不足），使结果波动很大。

（4）尿标本留取不准确。如留取24h尿标本时，不按要求留取，甚至估计尿量，对生化指标定量及肌酐清除率影响较大。

（5）精液标本应全量收集于干燥、清洁的容器内，但经常遇到的是收集在避孕套内，致使大量精子死亡，引起误会等。

（6）血培养应在发热初期或发热高峰期采血。一般要求选择在应用抗生素治疗之前，对已用药而不能终止的病人，也应在下次用药之前 采血。但实际工作中，时常遇到边输注抗生素边采血的情况，造成血培养阳性率大大减低。

（7）尿培养一般主张导尿，但多次导尿易引起逆行感染，故目前常采用中段尿。但经常遇到不按要求留取标本，致使培养出多种杂菌生 长而无法报告结果。

当然，还有其它不合要求的标本，不一一列举。

2．标本溶血：

溶血是临床生化检验中最常见的一种干扰和影响因素。除了常见的红细胞破坏外，血小板、白细胞等血细胞破 坏释放的某种成分亦可干扰或影响生化指标的测定。

溶血干扰的机理有三种：（1）血细胞内高浓度物质逸出，使血清（浆）分析物浓度增加。不难理解如果血细 胞中某一分析物浓度大大高于血清，则溶血无疑会导致血清中该成分浓度的增高。例如：RBC内与血清某一成分的比值：精氨酸156 9·2/

1、LDH

139·9/

1、醛缩酶135/

1、AST38·3/

1、丙酮酸激酶205/

1、K+20/

1、Cr18/

1、叶酸16·7/1

CK15·5/

1、Zn2+10·7/

1、等。（2）Hb对分光光度法测定中吸光度的干扰。溶血能引起可见光谱的短波长段（30 0-500nm）的吸光度明显增加，而影响测定结果。（3）某些细胞成分对化学反应的干扰。如血清CK动力学法测定中因RBC来 源的腺苷酸激酶（AK）参与其指示反应而使CK结果假性增高。溶血可滞血清中LDH、ACP、CK、ALT等酶随溶血加重而升高 ；使ALP、r-GT的活性随溶血加重而降低，但机理尚不清楚。溶血对酶以外的生化指标，除K+、BIL最受干扰外，对TP、A ib、Ca2+、Na+、Cl-、Fe2+、Pi3+、TC、TG、HDL-c、Cr、BuN、GLU、UA等无明显影响。溶血 还可影响乙肝五项标志物测定，对ELISA双位点一步法易产生假阳性，对竞争抑制法易产生假阴性，但对经典的两步法影响不大。

标本溶血多是由于注射器不干燥、不清洁，抽血后未拔去针头直接注入试管内等原因造成。由于血液内某些化学物质在血清（浆）与红细胞内分布不同，有的差别很大，因此采集 标本时应严防溶血。

三．标 本 送 检

有些标本采集后应立即送检，如血NH3、CO2-cp、血气分析等，取血后应该在30分钟呢测定。目前最大的问题是GLU，取血 后室温放置，由于糖酵解作用，每小时可降低6-11%，CK、BIL、URO、OB均可因分解或失活而明显降低，而血清中的K+、Cl-、Pi3+、AcP、NH3、NiT等均可因细胞内外的转移代谢显著增高。有时对不同的测定方法干扰方向可能相反，如T G抽提法随放置时间结果 偏低，而酶法则增高，前者因TG分解所致，后者是由于磷酸分解产生甘油所致。

四．标 本 处 理

许多检验项目在正式分析前需进行预处理。及时而适当的标本处理是每一个检验者必须熟知和遵循的，如血GLU测定需要及时分离血清，防止细胞作用使塘发生酵解；电解质测定亦需要及时分离血清，尤其是K+，防止K+从细胞内向细胞外转移；血氨、血气分析应及时 操作，即使是及时放入冰瓶中也应尽快分析。做CO2-cp时，抽血后应尽量避免与空气接触过久，防止血液中的二氧化碳向空气中逸 散，以保证结果的可靠性。血性胸腹水、脑脊液等在测定蛋白质等生化项目前，必须先行离心，细菌培养需根据不同要求和目的，选择合 适的培养基及时接种，防止细菌污染，提高细菌检出率（特别是厌氧菌）和准确率。

抗凝剂的选择是检验质量保证的重要环节。有资料表明，血清与血浆多个指标的测定存在差异，甚至得到与实际相反的结果。凡需全血或 血浆检验的项目标本，要选择合适的抗凝剂，如草酸钾能抑制LDH、AcP、和AMY的活性，亦不能用于Ca2+、K的测定；ED TA不能用于Ca2+、Na+和含氮物质的测定；肝素除了对个别项目如K+、LDH、r-GT、AMS有影响外，对其它项目影响 不大。[/QUOTE]

第四篇：溶血标本血钾的测定（范文）

利用溶血程度指数法校正溶血标本血清钾离子测定研究

钱高潮

黄旭东

丁志祥

金文涛

张琪

常州市中医医院检验科 常州

213003 摘要

目的对于一些不宜重新抽取血液的溶血标本，通过全自动生化分析仪中血清信息功能溶血程度H与血钾的相关性，探索一种简单方便的校正公式检测溶血标本中血钾浓度，供临床参考。方法

分析溶血程度H与血钾的相关性并建立回归方程，研究不同人群中H=50时血钾浓度是否存在差异并通过外加溶血标准液和制备溶血标本两种方法进行验证。结果 H与[K+]成正相关（r=0.9996），回归方程y=0.1068H+0.2789,当H在1~200（Hb约为95g/L）之间成线性；经单因素方差检验，新生儿、成年男性和成年女性之间差异无统计学意义；两种方法验证均表明计算得到的K+与实际检测值之间差异无统计学意义，理论值平均相对误差3.0%，最大相对误差7.0%。结论 通过全自动生化分析仪中血清信息功能溶血程度H和公式K未=K

溶-0.1068H-0.2789能比较准确的测算出溶血标本中真实血钾浓度，这个公式不受患者年龄、性别的影响。关键词

溶血； 溶血程度H；血钾

鉴于人红细胞脆性较大,多种原因可使标本发生不同程度的溶血,直接影响测定结果的准确性[1-5]。溶血会对许多检验结果产生影响，尤其在血钾检测中影响非常明显，因为人体体液中98%的钾分布于细胞内液，细胞外液只占2%，钾在组织细胞内的平均浓度为150mmol/L，红细胞内钾浓度为105mmol/L，血清中钾浓度仅为3.5～5.5mmol/L，红细胞内钾浓度约为血清钾浓度的20倍，溶血后红细胞中的钾会释放到血清中，引起血钾浓度的升高,因此标本溶血是血钾误差的主要原因之一[6-8]。溶血标本为一类不合格标本，对于因采集、运输、保存不当等原因造成溶血必须查找原因，避免或降少溶血的发生，而对于容易溶血的标本（如儿科标本）、有红细胞结构异常的标本，血钾的检验结果很难保证。解决该问题的关键在于检验与临床的密切沟通。但有时临床有不方便立即复查的情况，以及其他因素不宜重新抽取血液标本时，如果能探索出一个根据标本异常情况程度对检验结果进行校正的方法，给临床一个比较准确的报告，对临床将非常有意义。溶血后标本血钾的增高主要是由于红细胞被破坏而造成红细胞内的血钾释放所致。血清中血红蛋白的含量能直接反映出标本的溶血程度。如能通过检测血清中血红蛋白的含量，计算出因溶血造成血钾增高的部分，检测的血钾减去因溶血增高的血钾就能消除溶血对血钾的影响。现在配有血清信息功能的生化分析仪(如日立、罗氏、岛津系列生化分析仪)均可通过血清信息中溶血程度（Hemolytic 简写：H）指数法直接测定Hb, 试剂单一稳定, 自动简便[9]。鉴于上述思路，我们对溶血标本血钾的测定进行了研究，以期找到一种比较方便的检测方法。

材料与方法

1.1 标本来源 江苏省常州市中医医院2010年6月至2010年12月住院新生儿40例(1～20天)、成年男性40例（20～68岁）、成年女性40例（21～73岁）。

1.2 试剂与主要仪器：自配Tris-HCl缓冲液（pH7.4）；6.0mmol/LKCl标准液；胆红素标准液（上海生物制品研究所提供）；日立7600全自动生化分析仪；-70℃冰箱（SANYO）

1.3 溶血程度H及血钾的测定

按日立7600全自动生化分析仪操作说明书要求设定血清信息使用项目样品吸量为10µl, Tris-HCl缓冲液吸量为190µl, 采用速率法, 反应时间10分钟。设定血清信息参数C=1,B=121000；血钾的测定选用离子选择电极间接法。

1.4 溶血程度H与血钾相关性

取抗凝血，离心去除血浆，用生理盐水洗涤红细胞3次，以压积红细胞的容积为准，加入等体积的生理盐水，-70℃冻存1小时，立即放入37℃水箱5分钟，反复冻溶2次，3000转离心5分钟，分离出Hb溶液，并用生理盐水调节至H=200的标准液, 然后用生理盐水稀释成H为150，100，75，50，45，40，35，30，25，20，15，10，8，6，5，4，3，2，1共20种浓度Hb溶液,检测血钾浓度（当H＜20时，用6.0mmol/L KCL标准液替代生理盐水进行稀释，血钾浓度通过计算得到）。

1.5 不同人群红细胞溶血H=50时血钾的测定

选取我院2010年6月至2010年12月住院新生儿40例、成年男性40例、成年女性40例标本，制备Hb方法同上，将H调整为50，检测各标本血钾浓度。

1.6 验证试验1 选取上述120例标本（新生儿40例、成年男性40例、成年女性40例标本）进行血清钾浓度检测，制备H=200的Hb标准液，向上述血清中加入不同比例的Hb标准液，检测标本溶血程度H及血钾浓度。

1.7 验证试验2 选取上述120例标本（新生儿40例、成年男性40例、成年女性40例标本）进行血钾浓度检测，同时吸取少量红细胞到血清中，反复冻溶2次（方法同上），3000转离心5分钟，吸取上清，检测标本溶血程度H及血钾浓度。

1.8 统计学分析采用SPSS 17.0统计软件包对检测结果进行分析。数据资料呈正态分布，以均数±标准差表示；多组间比较采用方差分析，组内两两比较采用SNK-q检验，配对资料采用配对t检验，以P<0.05为差异有统计学意义。

结果

1.溶血程度H与血钾相关性

以H为横坐标，K+浓度（mmol/L）为纵坐标,经统计学处理H与K+浓度成正相关（r=0.9996），回归方程K+=0.1068H+0.2789,当H在1~200（Hb约为95g/L）内成线性，见图1。2520K mmol/Ly = 0.1068x + 0.27892R = 0.9993***0H

图1 溶血程度H与血钾相关性

150200250

2.不同人群红细胞溶血H=50时血钾的测定

由于H和K+浓度成线性关系，故选择H=50时，检测K+浓度，40例新生儿K+浓度6.02±0.42；40例成年男性K+浓度5.92±0.39；40例成年女性K+浓度5.84±0.34；经单因素方差检验，三组间差异无统计学意义（F=2.306，P=0.104）。验证公式1 将H=200的标准Hb液按1：n的比例加入到已知K+浓度的不同血清标本中，按公式K

理论

= [n/(n+1)]×K++0.1068H+0.2789可得到理论上K+浓度，并将理论上K+与实际检测值之间进行配对t检验，统计结果表明理论上K+与实际检测值基本一致（t=1.263，P=0.209），无统计学差别，理论值平均相对误差3.0%，最大相对误差7.0%。表1为1例标本（K=4.52 mmol/L）加入不同比例H=200的标准Hb液后理论K和实际K的比较，其他标本结果类似。表2为20例不同样本加入1/9体积H=200的标准Hb液后理论K与实际K的比较，其余标本均得到类似结果。

表1 H=200的标准Hb液不同稀释度时理论K与实际K浓度的比较

n 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 H 98 65 49 38 32 28 26 24 20 19 17 15 14 13 12 12 11 11 10 10 理论K 13.01 10.23 8.90 7.95 7.46 7.14 7.01 6.86 6.48 6.42 6.24 6.05 5.97 5.89 5.80 5.81 5.72 5.74 5.64 5.65 实际K 13.32 10.25 9.21 8.05 7.16 7.21 7.15 6.9 6.58 6.34 6.15 5.98 5.87 5.55 5.65 5.81 5.64 5.59 5.42 5.35 相对误差% 2.36 0.15 3.34 1.20-4.23 0.92 1.95 0.58 1.48-1.22-1.43-1.22-1.72-6.05-2.62-0.08-1.46-2.61-4.08-5.64 注：将H=200的标准Hb液按1：n的比例加入已知K+浓度为4.52mmol/L的血清标本中，理论K+= [n/(n+1)]×K++0.1068H+0.2789

表2 不同血清样本中加入标准Hb液后理论K与实际K浓度的比较 n 标本原始浓度

理论K

实际K

相对误差% 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 3.45 5.26 4.35 4.65 5.68 4.12 3.89 3.58 3.69 4.23 4.96 4.12 3.67 3.48 3.76 4.35 4.78 4.62 3.95 4.05 5.26 6.88 6.07 6.34 7.26 5.86 5.65 5.37 5.47 5.96 6.61 5.86 5.45 5.28 5.53 6.07 6.45 6.31 5.71 5.80 5.04 6.78 6.21 6.43 7.45 5.76 5.43 5.68 5.52 6.25 6.48 6.28 5.29 5.19 5.65 5.81 6.58 6.12 5.89 5.85-4.27-1.53 2.33 1.48 2.52-1.70-4.07 5.42 0.89 4.69-2.07 6.72-3.08-1.77 2.05-4.39 1.95-3.07 3.14 0.94 注：将H=200的标准Hb液按1：9的比例加入已知K+浓度的20个血清标本中，理论K= 0.9×K+ +0.1068H+0.2789 验证公式2

溶血标本中标本原来的血清K+浓度应该为实际测得的K+浓度减去因溶血造成K+浓度升高部分即K

未

=K

溶-0.1068H-0.2789，并将计算得到的校正后血清K+浓度与实际检测值之间进行配对t检验，统计结果表明溶血标本校正后K+浓度与未溶血标本实际测得K+浓度基本一致，差异无统计学意义（t=0.165，P=0.869），校正值平均相对误差2.9%，最大相对误差6.9%。

6.56.05.5校正后血清K浓度5.04.54.03.53.03.03.54.04.55.0实际血清K浓度5.56.06.5

图2 校正后血清K浓度与实际血清K浓度的比较

讨

论

血清信息是对血清的混浊程度（Lipemi 简写:L）、溶血程度(Hemolytic简写:H)、黄疽程度Icteric 简写:I)的测定,并提供指数的一种功能, 利用无色透明试剂分别与胆红素标准液, 人溶血液标准, 浊度标准液按一定比例混合,用不同波长扫描吸光度。日立7600全自动生化分析仪利用这个原理当采用血清信息功能后仪器在(λ1/λ2)480/505，570/600，660/700(nm)自动测定I、H、L。在570/600 nm处胆红家不干扰Hb的吸收,但混浊则干扰。本法利用一个计算式来校正混浊干扰并计算H指数, 计算式为:H=1/C×(△EH-B×△EL),其中的△EH,△EL分别是570/600, 660/700(nm)处测得的吸光度(ABS×104),B是吸收光谱中求出的一种补偿系数,C为H指数的输出系数，当C=1时，H指数为校正混浊后的血浆Hb吸光度。

血钾测定对临床疾病的诊治非常重要，常涉及危重病人的处理。临床要求快速而准确地测定钾离子浓度。由于血清中钾浓度为3.5～5.5mmol/L，范围较窄，许多因素均会引起血钾的明显误差而误导临床医生诊治。其中标本溶血则是血钾误差的主要原因之一。有研究表明红细胞内钾的浓度对血红蛋白的α-螺旋和折叠构象及功能有关键作用[10]。红细胞的钾浓度和血红蛋白含量均较为稳定,红细胞内钾的浓度高于血浆水平近20倍[11]。标本发生溶血时,血钾增高的误差主要来源于红细胞内钾。故溶血程度与钾的误差值有一定关系。首先我们以H作为溶血程度指标探讨血红蛋白与钾之间相关性,结果证实，H与K+浓度显著相关且成线性关系。当H在1~200（Hb约为95g/L）内成线性，可惜仪器给出的H灵敏度（H=1）稍低，不过从回归方程K+=0.1068H+0.2789可以看出H灵敏度对K+浓度影响不大，在0.1mmol/L左右（H=±1）,与血清中钾浓度3.5～5.5mmol/L相比，误差在5%之内，不会造成大的影响。另外需要说明的是由于K+浓度在小于2mmol/L时测量的值已经不准确，因此当H＜20时，我们采用6.0mmol/LKCL标准液替代生理盐水进行稀释，血钾浓度通过计算得到。H与K+浓度这种线性关系是否受年龄、性别影响，特别是新生儿是否和成年人一样。通过对新生儿、成年男性和成年女性各40例标本进行统计分析它们之间没有差别。说明这个线性公式适合不同的人群。限于贫血种类较多,收集标本数目有限,对于贫血病人未作专门讨论,通过对失血性贫血和缺铁性贫血标本的初步研究H与[K+]的相关性与正常人相比没有差别,但仍有必要收集更多标本和更多种类贫血作进一步研究。通过外加溶血标准Hb液和制备溶血标本的方法进行验证通过公式计算得到的[K+]与实际测得的值之间没有统计学差别，说明完全可以通过公式计算来校正溶血标本中[K+]。通过对大量的生化标本（真空采血管正常采集）进行检测发现H均为0，因此公式K未=K溶-0.1068H-0.2789中H无需纠正。Vincenzo Brescia等[12]近来发表了一篇有关溶血标本血钾检测纠正方法的报道，但其报道的方法需先检测并计算出血浆游离血红蛋白（fsHb）浓度,然后通过公式才能校正血钾浓度，步骤复杂，不易推广[12]。本文所采用的H测定法,只需在全自动生化分析仪上同时直接测定溶血标本的[K+]和H值,便可直接在公式K未=K溶-0.1068H-0.2789下计算,无需制备标准液和其它显色剂,价廉、快速、操作简便,且具有较好的重复性和线性范围,对溶血程度的判定尤为适宜。

综上所述,如果临床检测血钾的标本为溶血标本,当球形红细胞增多症等易溶因素、凝血机能障碍以及其他因素不宜重新抽取血液标本时,使用公式K未=K溶-0.1068H-0.2789校正,能提供与实际值较为接近的测定结果,可作为一种补救措施。因此,在不便重采标本补测时,数学校正成为提供临床参考的有效方法。参考文献

[1] Evliyaoğlu O, Toprak G, Tekin A, et al.Effect of pneumatic tube delivery system rate and distance on hemolysis of blood specimens.J Clin Lab Anal, 2012, 26:66-69.[2] Tiwari AK, Pandey P, Dixit S, et al.Speed of sample transportation by a pneumatic tube system can influence the degree of hemolysis.Clin Chem Lab Med, 2011,Nov 10.[Epub ahead of print] [3] Tamechika Y, Iwatani Y, Tohyama K, et al.Insufficient filling of vacuum tubes as a cause of microhemolysis and elevated serum lactate dehydrogenase levels.Use of a data-mining technique in evaluation of questionable laboratory test results.Clin Chem Lab Med, 2006,44:657-561.[4] G Lippi, GL Salvagno, M Montagnana, et al.Influence of hemolysis on routine clinical chemistry testing.Clin Chem Lab Med, 2006,44: 311-316.[5] Lippi G, Blanckaert N, Bonini P, et al.Haemolysis: an overview of the leading cause of unsuitable specimens in clinical laboratories.Clin Chem Lab Med, 2008,46:764-772.[6]Hawkins RC.Poor knowledge and faulty thinking regarding hemolysis and potassium elevation.Clin Chem Lab Med, 2005,43:216-220.[7]Hawkins RC.Correction and reporting of potassium results in haemolysedsamples.Ann Clin Biochem, 2006,43:88-89.[8] Hawkins R.Variability in potassium/hemoglobin ratios for hemolysis correction.Clin Chem, 2002,48:796.[9] JZ Ji，QH Meng.Evaluation of the interference of hemoglobin, bilirubin, and lipids on Roche Cobas 6000 assays.Clin Chim Acta, 2011;412: 1550-1553.[10] Mahato M, Pal P, Kamilya T, et al.Influence of KCl on the interfacial activity and conformation of hemoglobin studied by Langmuir-Blodgett technique.Phys Chem Chem Phys,2010, 12:12997～13006.[11] Koeppen BM, Stanton BA.Potassium, calcium and phosphate homeostasis in Berne and Levy, eds.Principles of Physiology.4th ed.Philadelphia: Mosby, Inc.Editions Similia;2005.[12] Vincenzo Brescia, Marilina Tampoia, Antonella Mileti.Evaluation of Factitious Hyperkalemia in Hemolytic Samples: Impact of the Mean Corpuscular Hemoglobin Concentration.Lab Med, 2009, 40: 224-226.Determination of Plasma Potassium Concentration in Hemolytic Specimen by Hemolytic in Automatic Analyzer QIAN Gao–chao, HUANG Xu-dong, DING Zhi-xiang, JING Wen-tao, ZHANG Qi Department of Clinical laboratory, Changzhou TCM Hospital Affiliated to Nanjing TCM university, No25, Changzhou 213003, China 【Abstract】

Objective

to explore a simple correction formula for detection of actual plasma potassium concentration in hemolysis specimen by the hemolytic(H)in automatic analyzer Methods

Studying on the relationship of hemolytic and plasma potassium and establishing an regression equation to analyze potassium concentration in different people when H=50 and be confirmed by two models.Results

H and [K+] concentration was significantly correlated(r = 0.9996)and the regression equation y = 0.1068H +0.2789, in which H from 1 to 200(Hb of about 95g / L)in a linear, and sensitivity to H=1;There was no significant difference in potassium concentration when H=50 among newborns、male and female patients by one-way ANOVA test;It showed that the calculated value of [K+] and the actual value of [K+] was no significant difference, in which the theoretical value of the average relative error was 3.0% and the maximum relative error was 7.0%.Conclusion

Using the formula to correct the test value of plasma potassium can rapidly get actual plasma potassium concentration in hemolytic specimens from different ages and gender.【Key words】

hemolysis;Hemolytic;plasma potassium;

第五篇：处理病理标本

怎样处理病理标本

制作时将部分有病变的组织或脏器经过各种化学品和埋藏法的处理，使之固定硬化，在切片机上切成薄片，粘附在玻片上，染以各种颜色，供在显微镜下检查，以观察病理变化，作出病理诊断，为临床诊断和治疗提供帮助。

1．取材组织取材的方法是制作切片的一个重要程序，根据教学、科研及外检的具体要求取自人体（外科手术切除标本、活检标本、尸检标本）或动物，并确定取材的部位和方法。取材者需要掌握解剖学、组织学、病理学的基本理论知识，还要掌握实际操作技术，每个组织器官的取材都有一定的部位和方法，不能任意切取组织作为制片材料，不然，无法达到教学、科研和临床诊断的目的，具体要求如下：

(1)材料新鲜：取材组织愈新鲜愈好，人体组织一般在离体后，动物组织在处死后迅速固定，以保证原有的形态学结构。

(2)组织块的大小：所取组织块较理想的体积为2.0cm×2.0cm×0.3cm，以使固定液能迅速而均匀地渗入组织内部，但根据制片材料和目的不同，组织块的较理想体积也不同，如制作病理外检、科研切片，其组织块可以薄取0.1～0.2cm即可，这样可以缩短固定脱水透明的时间，若制作教学切片厚取0.3 ～0.5cm，这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。

(3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利，切割时不可来回锉动。夹取组织时切勿过紧，以免因挤压而使组织、细胞变形。(4)规范取材部位: 要准确地按解剖部位取材，病理标本取材按照各病变部位、性质的不同，根据要求规范化取材。

(5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构，决定其切面的走向。纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键，如长管状器官以横切为好。

(6)保持材料的清洁:组织块上如有血液、污物、粘液、食物、粪便等，可用水冲洗干净后再放入固定液中。

(7)保持组织的原有形态:新鲜组织固定后，或多或少会产生收缩现象，有时甚至完全变形。为此可将组织展平，以尽可能维持原形。2．固定

(1)小块组织固定法：这是最常用的方法，从人体或动物体取下的小块组织，须立即置入液态固定剂中进行固定，通常，标本与固定液的比例为1:4～20，但组织块不宜过大过厚，否则固定液不能迅速渗透。故取组织块的大小一般为2.0cm×2.0cm×0.3cm。

(2)注射、灌注固定法：某些组织块由于体积过大或固定液极难渗入内部，或需要对整个脏器或整个动物体进行固定。这时宜采用注射固定或灌注固定法。将固定液注入血管，经血管分支到达整个组织和全身，从而得到充分的固定。(3)蒸汽固定法：比较小而厚的标本，可采用锇酸或甲醛蒸汽固定法。如血液涂片，则应在血片未干燥前采用锇酸或甲醛蒸汽接触固定。最常用的固定液有10%甲醛固定液和95%乙醇固定液。

3．脱水透明标本经过固定和冲洗后，组织中含有较多的水分，必须将组织块内的水分置换出来，这一过程叫做脱水。无论是用石蜡切片，还是用火棉胶切片，都必须除去组织中所含水分，因含水组织与石蜡、火棉胶等包埋材料不相容，常用的脱水剂为一系列不同浓度的乙醇。脱水的步骤是：80%、90%、95%、100%各种浓度乙醇2小时，此过程可用脱水机自控完成。

丙酮也是一种脱水能力很强的脱水剂，但因其脱水能力很强，对组织有剧烈收缩作用，在制作科研、教学切片时一般不用该试剂。因乙醇、丙酮等不溶于石蜡，还要经过一个能溶于石蜡的溶剂替代过程称为透明。常用的透明剂有二甲苯、三氯甲烷、水杨酸甲酯等。4．浸蜡、包埋

(1)使石蜡浸入组织中，取代组织中含有的透明剂。

(2)包埋：将浸蜡后的组织置于融化的固体石蜡中，石蜡凝固后，组织即被包在其中，称蜡块，此过程称为包埋。5．切片和贴片(1)修整蜡块：可视其组织的大小，在组织边缘约0.1～0.2cm处，切去余蜡部分，否则易造成组织皱缩不平。

(2)准备好切片用具：切片刀、毛笔、眼科镊子（弯）、漂烘温控仪(3)安装蜡块：将修好的蜡块安装在金属或木制持蜡器上。

(4)安装切片刀：将切片刀安装在切片机的刀台上，把刀台上的紧固螺丝旋紧，使切片时不产生振动，能保持一定的切片厚度。

(5)切片的厚度：切片机的厚度调节器上刻有0～50μm或0～25μm，可任意选择其厚度，石蜡切片的厚度一般在4～6μm。(6)切片

(7)铺片：用眼科镊子镊起蜡带轻轻平铺在40～45℃的水面上，借水的张力和水的温度，将略皱的蜡带自然展平。

(8)贴片、烘片：待切片在恒温水面上充分展平后，将蜡片捞到载玻片的中段处倾去载玻片上的余水，置入60～65℃恒温箱内或切片漂烘温控仪的烘箱内烤片15～30分钟，脱去溶化组织间隙的石蜡。

6．染色和封片常用的染色方法是苏木素-伊红（Hematoxylin-Eosin）染色法，简称H.E染色法。这种方法对任何固定液固定的组织和应用各种包埋法的切片均可使用。苏木素是一种碱性染料,可使组织中的嗜碱性物质染成蓝色，如细胞核中的染色质等；伊红是一种酸性染料，可使组织中的嗜酸性物质染成红色，如多数细胞的胞质、核仁等在H.E染色的切片中均呈红色。

H.E染色程序如下:脱蜡、脱苯、复水、染色、脱水、透明、封固

常规苏木素染色中的对比染色是用伊红,近年来在英、美国家的一些实验室则采用焰红（phloxine）,此外也有用桔黄G（OrangeG）、比布里希猩红(Biebrich scarlet)、波尔多红(Bordeaux red)等作为对比染色。伊红为染胞质、胶原纤维、肌纤维、嗜酸性颗粒等常用的染料。