眼电生理科普

第一篇：眼电生理科普

一 什么是视觉电生理检查？

视觉就是能看到东西的一种感觉，包括外界物质的颜色和形态，是眼睛的生理功能，视觉电生理检查是眼科临床测试视觉功能的常规手段，具有客观性，对视觉系统疾患的定位有重要意义。

如将视觉电生理检查方法联合应用，可对整个视觉系统疾患进行分层定位诊断，从功能上对视觉系统进行断层扫描。它不仅适合于一般的患者，在不能进行主觉检查的情况下也能客观地评价视觉功能，如婴幼儿、智力低下者和癔病患者；另对看不到眼底者，它可克服混浊的障碍，测定到视功能，如白内障、玻璃体混浊。因而，视觉电生理检查在眼科临床已越来越广泛地被使用。

二 那些项目是眼电生理检查？

视诱发电位(VEP)

视网膜电图(ERG)

三 什么是VEP检查？

眼睛对光或图形刺激后在大脑皮层产生的电活动，使用脑电图技术在头皮记录的电生理信号，能够提供关于视觉神经系统传导通路功能是否完好的重要诊断信息。

四 那些患者需作VEP检查？

1.视路病变: 视神经炎,多发性硬化,视乳头水肿,视神经萎缩,先天性视神经病变, 缺血性视神经病变,外伤性视神经病变,中毒性视神经病变,视路占位性病变等。

2.视网膜及黄斑病变：特发性黄斑裂孔，老年黄斑变性等。

3.弱视及斜视

4.青光眼

5.白内障；玻璃体混浊；角膜混浊等

6.外伤性视神经病变，工伤及司法鉴定。

五 什么是ERG检查？

视网膜受到光刺激后而产生的综合性电反应，用于临床诊断和视网膜功能评定，是检测视网膜功能的一个重要客观指标。

六 那些患者需作ERG检查？

1.遗传性视网膜变性类疾病，如视网膜色素变性，先天性静止性夜盲等。

2.黄斑部疾患；如视锥细胞营养不良，黄斑变性，黄斑裂孔等。

3.视网膜血管性病变；视网膜动脉或静脉阻塞，糖尿病膜视网病变等。

4.白内障；玻璃体混浊；角膜混浊等。

5.视网膜脱离，外伤性视网膜病变，工伤及司法鉴定等。

七 检查用时

VEP检查半小时以上。

ERG检查在患者散瞳暗适应半小时后，检查半小时左右。

八.眼电生理检查前的需作什么准备？

1.患者须在眼科检查预约处预约检查日期，请准时前来；

2.检查前日禁服镇静剂，并需要清洗头部；散瞳后的患者当日不能作VEP检查；

3.家属在检查室门外安静等候；除患者外，陪人不必进入暗室，小儿、年龄较大、行动不便、语言交流困难的患者，经工作人员允许后陪人方可进入；在进入暗室前，请关闭手机，以免干扰电生理信号；

4.检查前需作皮肤准备，用酒精棉擦净皮脂和污垢，直至皮肤阻抗达到检查要求，皮肤擦拭后可能有些潮红，偶有皮肤表面结痂，无需特殊处理，数日内将自愈，不留疤痕；如有对酒精、盐酸丙丙美卡因滴眼液（结膜表面麻药）、氯霉素等药物过敏者和有人工晶体植入、及青光眼病史者，均应向本室工作人员说明；

5.受检者在检查过程中要保持精力集中,尽量不说话,不咀嚼；并要注意放松, 包括心理的和躯体的放松,尤其是颈部要放松；检查时,受检者要主动配合，集中精神注视固视点,尽量控制眼睛不要动；光刺激时注意睁开眼睛,避免眨眼；

6.ERG 检查结束后，患者要注意当天不要用手揉眼睛，并用氯霉素滴眼液1－2天。

第二篇：电生理基本技术

电生理基本技术

一电刺激。

二生物放大器正确选择，植物性神经冲动幅度多为50-100μV。不同组织，应采用不同的参 数。如 ECG：振幅0.1-2mV，灵敏度0.5-1mV，时间常数0.1-1.0s，高频滤波1KHz 植物性神经冲动：振幅50-150μV，灵敏度25-100μV，时间常数0.01-0.1s，高频滤波3-5KHz 中枢神经元单位放电振幅100-300μV, 灵敏度50-100μV，时间常数0.01-0.1s，高频滤波5-10KHz

三玻璃微电极

常用尖端0.5-5μm，向细胞内插入时，需小于0.5μm（细胞直径的1/10~1/100），且尖端的倾斜度应相当缓和，一般微电极可分为金属微电极和玻璃微电极两类。

金属微电极，现多用镀铂钨丝电极（platinum-plated tungsten electrode），在钨丝上镀铂，可极大改善电极的电学特性，噪声可大大降低，加之机械强度大，适合长期体外记录(paré D，Gaudreau H.Projection cells and interneurons of the lateral and basolateral amygdala: distinct firing patterns and differential relation to the thera and delta rhythms in conscious cats.J Neursci, 1996,16(10):3334-3350 现要也常用镀银碳纤维电极。玻璃微电极记录易受机械位移的影响，加之尖端的电解质会漏出或堵塞，不适合半小时以上的长时间记录，玻璃微电极可分单管和多管微电极。

毛坯管在国外多用Pyrex管，国内多用GG-17和95料玻管。细胞外记录多采用外径1.5-2mm玻璃，细胞内记录则采用外径1mm细玻管，内外径之比约为2:3或5:6，长6-8cm。拉制前必须经过清洁处理。

清洁液：用等量的(250ml)王水(可反复应用)。一般毛坯管捆成把放入清洁液中1-2h，取出自来水冲洗20-30min，再放入无水酒精中洗涤，再放入盛满蒸馏水烧杯中加热煮沸10min，倒去蒸馏水，再换新蒸馏水反复3次，再放入烤箱中烤干，备用，切不可用市售的洗涤剂，以防降低电极充灌液的表面张力而影响冲灌。

充灌液常用3mol/L KCl，为避免Cl-扩散，也可用2mol/L醋酸钾或柠檬酸钾充灌，也有人用 0.5-1mol/L NaCl(低浓度)充灌可降低噪音。细胞外记录时，最后再用3-4mol/L NaCl +2%旁 胺天蓝溶液定位。在膜片钳中还常加钙螯合剂，如EGTA。阻抗与不同组织相关。

四电生理实验中噪声和干扰的形成和排除。(一)来源。

1干扰信号与生物电生理信号的鉴别。准确区分生物电信号与干扰的伪迹是电生理实验的先决条件。

2来源。主要有三个方面

其一。物理性干扰。1)静电和电磁的干扰实验室附近高压电，室内日光灯可产生50Hz的静电干扰，尤其是交流电，尤其是50Hz频率干扰最大(电子设备为50Hz)。其特点是幅度大，波形规则。

2)噪声干扰电子元件本身产生杂乱无章电压和电流称噪声，一般与放大器内部元件的质量与性能有关。

其二。接地不良。1)地线电阻应小。2)仪器故障。产生漏电电流，在地线上形成电位差，产生干扰。3)地线行走过程中打圈，形成线圈，易接受电场和磁场的干扰。4)各仪器设备应采用一点接地的方式，若采用多点接地，形成大地回路，也会引起干扰。5)地线过长与电源线形成交流环路。6)误用市电三孔中性线作为大地线(中性线上有4-5A电流)。

其三。生理性干扰。1)大脑电活动时，眨眼、眼球运动均对脑电具有干扰作用。2)实验中环境温度过低，动物寒战、抖动，引起肌电的发放而干扰记录，或因呼吸运动引起记录部位机械位移引起干扰信号。3)心电干扰，频率与心电一致。(二)排除。

1物理性干扰。1)屏蔽法用于低频电和静电干扰，屏蔽线分布电容较大，线与线之间不可平行排列，更不可为了美观而将多线扎在一起，这会加大分布电容，易偶合高频干扰噪声。2)远离法。3)改变位置法。依电流方向相反，产生反向磁场的原理，改变各个仪器的位置或放大器输入的方位，会使干扰磁场抵消，微电极放大器探头阻抗高，易引入干扰，实验前可反复调整其方向和位置。4)微电极记录时尽量减少微电极本身的阻抗，减少输入阻抗及干扰信号在这个阻抗上形成干扰电压降，微电极到探头的连线<5cm。5)用监听器监听噪声，以便及时排除。

2仪器质量，尽量改进。接地不良。地线应尽量短粗，不能与电源线平行或打圈，不 要接在电源线的中性线 上，地线单独埋设，埋置处应较潮湿，附近无大型变压电动机，并在坑内加些食盐。4检查各仪器 是否漏电。

5慢生物电变化时用乏极化电极，实验对象宜安静，勿受振动。

(三)刺激伪迹过大及防止。1)尽量减少刺激脉冲的波宽和强度。2)在动物体或标本上，尽量延长刺激部位 的距离，在刺激电极 和引导电极之间加一接地电极，此电极离引导电极愈近，刺激伪迹就越小采用变换刺激极性，结合叠加处理，可抵消伪迹。

注微电极中高浓度充灌液易蒸发，造成电极回路的开路，因此常在微电极插入Ag-AgCl丝或铂金丝后，在微电极尾部开口处涂上一层凡士林，防止水分蒸发。

动物麻醉和制动下，体温会下降，故应保温调节，加温维持肛温36-38℃.记录脊髓背角或腹角神经元将脊柱前后拉直以减小呼吸运动造成的位移。记录脑神经元应在表面用温热石蜡制成一油槽，防止血管博动和呼吸运动的影响。

五细胞内微电极记录

多用幼年离体标本，其原因1)幼年动物骨骼骨化不完全，结缔组织少，神经组织易于分离，标本耐缺氧能力强，有的标本可存活数小时至数天，但标本也可能发育不完全，如背根和脑干到脊髓的投射纤维要到三周动物才完全。神经纤维髓鞘化不全，其药理作用与成年动物也不同。从实验角度上讲，脊髓背腹根短，不利于电生理刺激记录。小鼠一般应小于15g，制备标本才 有可能成功，而这样小鼠背腹根神经节不利于电生理实验。最适合的动物是金黄地鼠(hamster)，介于大小鼠之间，制备标本活性很好，可能与其冬眠习性有关，而且其脊髓背腹根长达20-25mm，利于电生理记录。动物选择仍依实验而定，同一标本，不同中枢结构对缺氧耐受力也不同。金黄地鼠，若观察脊髓背角神经元活动，可用150-160g体重的鼠均可，但要研究腹角神经元，则体重不宜超过30g。离体标本的灌流注，如ACSF。其中缓冲液成分有两种，一是重碳酸盐(bicarbonate)温度低(4℃)，配方有利于降低组织兴奋性。二是磷酸盐缓冲液和HEPES缓冲液其优点是接近于 人体环境。各种缓冲液一般都先配母液，临用前一天，或临用前稀释

脑片膜片钳实验方法

脑片膜片钳实验方法 文献综述一 1966年，Yamamoto和McIlwain首次在脑片上记录了电生理活动(1966a, b)，证实了脑组织在体外也能存活，并保持很好的活性状态。此后，该方法在生理学研究中的应用越来越广泛，并为中枢神经系统生理和药理学领域突飞猛进的发展奠定了基础。1989年，Blanton将脑片电生理记录与细胞的膜片钳记录结合起来，建立了脑片膜片钳记录技术，这为在细胞水平研究中枢神经系统离子通道或受体在神经环路中的生理和药理学作用及其机制提供了可能性。

在脑片电生理记录中，实验者可以按不同的实验目的直接准确地改变脑片灌流液的成份和条 件，如温度、酸度和渗透压、通氧状态、以及离子通道或细胞信号转导通路的阻断剂等另外，实验者还能借助显微镜准确地放置记录电极和刺激电极，同时，可借助一些特殊的加药装置，将一定浓度的药物加到整个脑片或是脑片上的特定区域上，研究电信号沿神经环路的传递规律。在电生理学实验结束后，活性较好的脑片还可用于生物化学或解剖学的分析。这些优点使实验者能获得准确的神经生理学的研究结果，也是其应用较在位大脑广泛的原因所在。

海马脑片是中枢神经系统研究中应用最为广泛标本之一。其原因有以下几点:

1、海马与脑的其它部位相对隔离，较易剥离，且剥离后受到的损伤较小

2、海马具有高度分化的片层结构，一方面，海马神经环路在片层中的分布有一定的空间规律，如锥体细胞胞体分布在锥体细胞层，而雪氏侧支突触分布于辐射层，且海马中存在一个三突触联系的回路，即穿通纤维-齿状回颗粒细胞层、苔状纤维-CA3区锥体细胞层、雪氏侧支-CA1区锥体细胞层等，因此，在海马中可以较准确地记录到特定神经元或突触的反应另一方面，这种板层结构有利于解释在某一部位记录到的细胞外场电位的意义。这些都使海马成为电生理学研究的理想标本。本文对海马脑片膜片钳的操作规程及注意事项总结如下。

一、海马脑片的制备

脑片制备中，海马分离应在断头后10分钟内完成，5~6分钟为宜。在分离海马时，还应注意不要扭转或撕扯海马，更不要损伤海马。分离海马的速度和质量是保证海马脑片制备成功的关键所在。

评价脑片活性最简单的方法是记录脑片上的群峰。在一个状态良好的脑片上记录到的群峰在一个很宽的刺激强度范围内始终是单峰的。出现多个群峰往往提示抑制性突触功能已受损，这是脑片最早的病理生理学改变。如果仅存在突触前纤维群峰(Fiber Volley, FV)，或FV峰大于突触后反应，这提示脑片活性极差，有活性的突触已所剩无几，为激发突触反应需要更多的突触前纤维参与，需中止实验。在活性较好的脑片中，FV峰几乎探测不到，或远远小于突触后反应。

有时会莫名其妙地出现一些问题，突触标本中突触后神经元看上去状态良好，但做了很多天甚至几周都没有得到有用的数据。在这种情况下，须要耐心地思考失败的原因，并设法解决。首先，应该检查溶液，用其它实验室制备的标本或更换实验动物。对于脑片的制备而言，切片机出现的机械故障会损坏脑片的质量。总之，在实验的全过程中能尽量注意每一个细节问题，出现问题后反复尝试，实验就会容易起来。

二、海马脑片的膜片钳记录

1、将刺激电极放置在含突触前纤维脑片区域附近

在突触传递的研究中，应该同时记录突触前和突触后神经元的电信号，虽然，并不是所有突触前神经元胞体的动作电位均可传导至突触(Vincent, 1996)。由于在突触前和突触后两个神经元上同时做膜片钳记录较困难，因此，需要用其它的方法来诱发突触前动作电位的发放。用刺激电极可在单个或多个突触前细胞或轴突诱发动作电位。另外，还可以用局部施加神经 递质的方法来诱导动作电位，如用短促的压力、离子电泳或笼锁谷氨酸光解等方法将谷氨酸加到突触前胞体或轴突上，可以诱导出多个动作电位。

用电极刺激 在神经元培养皿中，可以用连接了电源(通常是膜片钳放大器)的微电极直接刺激突触前神经元。在这种情况下，通常需要用负压吸引使突触前的细胞贴紧刺激电极，防止刺激电流的逸出。通过膜片钳放大器给脉冲刺激的优点是，它可以记录到突触前细胞被激活的胞外电信号(Role, 1987)。从培养的神经元和脑片上找到有突触联系的一对神经元是很困难的，但在神经元培养中有单个神经元的Autapic突触就会方便许多。

可以用膜片钳电极或尖端较细的一对钨电极给突触前轴突纤维施加电压脉冲。用电极刺激可将Ag/AgCl电极置于孵育槽中与其构成一电流回路。刺激电流一定要与膜片钳放大器记录电路隔离开，以防止刺激电流漏入记录电极中，而使刺激尾迹变得很大。为此，施加刺激需要一个未接地的隔离器。隔离器可以用外界脉冲刺激或计算机来控制。另外，还需要将刺激尾迹缩小到最小，以排除其对突触信号起始段的干扰。为达到该目的，需将刺激电路的回路电极置于合适的位置或用膜片钳放大器提高串联电阻补偿的效率。

刺激电极的位置 通常将刺激微电极或刺激电极置于突触前轴突通过的部位。但有时突触前轴突在制备脑片时即被去除。如果脑片制备时局部神经环路被破坏，实验中就很难成功地记录到突触后电流。实际上，切脑片的角度是保存局部神经环路最重要的因素之一，合适的角度既可使突触后神经元保存完好，也可保留部分较长的突触前纤维用于电刺激。用胞外电极刺激激活的神经纤维较多，而且，每次刺激激活的纤维数目也会不同。如果实验目的是将不同的传导通路分开，那么，必须要证明两个刺激电极激活的纤维各不相同。

2、全细胞记录

用可视化膜片钳寻找清楚、且表面光滑、折光性较好的突触后神经元。在加了正压后，将记录电极移入脑片视野中，并接近事先选好的神经元，然后，调整电极与神经元的相对位置，利用负压形成稳定的高阻封接。用短簇的脉冲负压使细胞破膜，稳定2~3分钟，观察封接测试波形起始段与基线间的差值是否在100pA以内，封接电阻是否大于200M，如果是，且较 稳定，再迅速补偿串联电阻和慢电容，舍弃串联电阻大于30M的细胞，且在记录过程中监测串联电阻的变化，当变化大于20%时，中止记录。如果细胞状态不好，就马上重新制备脑片，以提高实验效率。

3、判断突触前纤维

在记录电刺激的突触反应时，可以验证刺激电极是否放置在突触前神经元或轴突上，在实验中，如果记录不到突触反应，说明刺激电极位置不正确，这时可以稍微移动刺激电极的位置。如果还记录不到，这可能还与组织片活性较差有关，可以更换组织片或改进切片角度加以解决。电刺激方波时程一般设定为0.1~0.2ms，恒流条件下刺激强度一般为0.1~3mA，恒压 条件下刺激强度为5~40V.4、突触反应的判断及其波幅稳定性的评价

突触信号的判断 突触信号样的假象波有三个来源。第一、邻近纤维的活动使静止细胞产生电压波动第二、如果恒流刺激强度过大，电流就可被注入突触后神经元，使其产生失活时间类似EPSP或EPSC的信号，其信号幅度随刺激强度的变化而变化第三、直接刺激突触后神经元诱导出突触样的动作电位，这种反应紧接着刺激尾迹发生，没有翻转电位，使突触后 神经元膜电位超极化和向记录电极内液中加入10mM的QX-314，均可避免突触后神经元产生动作电位。但QX-314可阻断多种突触激活的通道(Otis, 1993)，在某些情况下它还可以增加漏电流。

多突触激活 通常情况下，刺激电流可激活多个突触前纤维，在突触后可记录到多种突触信号。因此，有必要用一些选择性阻断剂阻断一些不在研究范围内的突触活动。而且，刺激一束纤维，通常可激活多个同种的突触前纤维。不同的刺激强度下，被激活的突触前纤维数目不同，从而引起的突触反应也会不同。因此，要仔细调节刺激部位和刺激强度以便能刺激到单一的轴突(Stevens, 1995;Zhang, 1994a)。

胞内刺激突触前细胞是刺激单个轴突最好且最稳定的方法。甚至在单个突触前神经元被激活后，在突触后记录到的反应也是由多种神经递质共同作用的结果。多突触活动是突触活动的叠加效应，这包括去极化和超级化反应。在一些标本中，这是不可避免的。通常可用药物阻断不在研究范围内的突触活动。提高灌流液中钙镁等二价阳离子的浓度至5mM，以增加动作电位的阈值，就可以有效地减少多突触活动。通常情况下，突触反应是否来自单突触可以根据如下条件来判断潜伏时在0.5~1.5ms的范围内，高频刺激时突触反应立即消失，突触 反应的上升支和下降支较平滑，且无长潜伏时成份(Berry, 1976)。

电刺激引起的突触反应波幅在一定范围内的波动是一种正常现象，但记录过程中有电流衰减发生，当记录过程中电流衰减大于10~15%，就必须中止实验。如果电流衰减不可避免，就需记录较长时间确定电流衰减的速度。低频刺激(0.1~1Hz)下，记录几分钟，观察突触反应波幅的相对稳定性。

电极内液成份与受体敏感性 在形成全细胞记录后，胞内成份会被电极内液成份所稀释而发生改变，但在10分钟内即可达到平衡。因此，要记录G蛋白耦联受体的活性时，应向电极内液中加入10~100uM 的GTP(Trussell, 1987)。离子通道耦联的NMDA和GABAA受体的特性在全细胞记录过程中也会随时间的变化而衰减。在记录时可用多种方法来避免或减小其衰减，如提高电极内液EGTA的浓度或用BAPTA等快速络合剂代替EGTA，使胞内钙浓度远远低于1μM；向电极内液中加入mM级的ATP；采用穿孔膜片钳记录等。另外，电极的串联电阻小于10MΩ或突触距胞体较近时受体的敏感性会很快下降。

电压钳制是否准确 在电压钳制不足的情况下，记录突触后电流，虽然，可以为突触药理学和突触效能的活动依赖性的改变提供很有用的信息，但这些数据不能用于突触后电流幅度和时程的准确估计。那么，我们如何判断每次记录时电压钳制的质量呢？如果突触后电流来自树突远端，那么，该突触后电流的钳制质量就较低(Silver, 1996)。另外，还有一些判断钳制质量的方法，如突触电流的上升时间较长(如AMPA受体电流的上升时间大于1ms)；在某一突触后电流的翻转电位下可见到双相的突触后电流等。

评价电压钳制质量最常用的方法就是在一次记录后，绘制上升时间对下降时间曲线图。如果上升和下降时间被树突过滤过，则该曲线呈正相关关系，上升或下降时间与幅度间就会呈负相关关系。总之，上升时间受树突过滤的影响要远远大于下降时间。因此，如果随上升时间的变化，下降时间变化较小，这种情况下的下降时间是可靠(Hestrin, 1990)。需要注意的是，上升时间与下降时间相关性较差并不足以判断电压钳制的质量。Johnston等对树突上突触反应的钳制效果做了深入的讨论(Brown and Johnston, 1983;Spruston, 1993)。Husser(1997)等建议用突触电导随钳制电位的变化来检测树突突触反应的幅度和动力学特性。

在突触后电流较大时也存在钳制的偏差。这时，由电极串联电阻引起的电压降会影响到突触后电流的幅度和形状。若想验证是否存在这个问题，可以向灌流液中加入少许受体的高亲和力的阻断剂，观察突触后电流的时程是否会随其峰值的下降而变化，因为，受体的阻断不会改变其动力学特性(Otis, 1996;Zhang, 1994b)另外，可以改变串联电阻补偿的水平，观 察在不同的补偿水平下突触后电流会不会改变(Llano, 1991;Takahashi, 1995)。在许多情况下，有可能在发现偏差后更正突触后电流的下降时间。值得注意的是，串联电阻可以带来其它的偏差，如对波形的滤波效应。盲法膜片钳记录中，串联电阻通常要大于10MΩ，因此，这种影响是不可避免的。但可以用公式1/(2pRseriesCM)计算记录系统的过滤水平，确定突触后电流峰值和形状受影响的程度。

5、突触反应的记录

现在许多实验室都开始应用膜片钳技术记录培养神经元间、组织片中和异体移植组织中的突触传递。与尖电极记录相比，它具有明显的优势。如，记录的成功率较高，较高的信噪比，能较准确地钳制胞电位等。膜片钳甚至可以应用于在位突触活动的记录(Covey, 1996)。

记录自发突触后反应 自发的突触后反应有两个来源。一是局部神经环路中动作电位发放引起的递质释放，另一个是突触囊泡中递质的自发释放，后者被称为微突触反应(miniature synaptic event)。由于动作电位依赖性的自发突触反应幅度与微突触反应差别并不大，因此没有必要将两者区分开来。为记录到很纯的微突触反应，可以用TTX来阻断动作电位依赖性 自发突触反应，另外，去除灌流液中的钙或向其中加入钙通道阻断剂镉，即可以阻断电刺激诱发的递质释放。但如果多个囊泡在同一个突触末梢中同步释放，则以上两种方法的效果就不同了(Korn, 1994)。

自发性突触活动的发放频率通常小于几Hz。发育期标本上，自发性突触活动的频率就非常低(Edwards, 1990)，因此，需要记录较长时间才能获得足够用于分析的突触反应。如果自发性突触反应的频率很高，多个突触的反应就会重叠在一起，就不能通过上升或下降支的时间来判断是单个突触反应或是多个突触反应的叠加，从而，给数据分析带来许多麻烦。突触反应的频率受温度的影响较大(Fatt, 1952)，因此，在特定的实验中，可以通过调节灌流液的温度来调整合适的突触反应频率。局部施加去极化或超极化溶液也可以诱发自发突触活动(Bekkers, 1992;Tang, 1994)。在一些标本中，在刺激诱发的突触反应之后，自发性突触反应的频率会显著增高，在含有锶的灌流液中尤其如此(Dodge, 1969;Goda, 1994)。这一事实可用于检测与特定突触活动相关的量子大小(Otis, 1996)。

数据采集 突触反应可用计算机软件通过特定的采集卡采集到计算机硬盘上。记录电刺激的突触活动时，还须用计算机产生一个TTL脉冲以激活刺激器，并由隔离器经刺激电极刺激突触前纤维。

所需的数据量 电刺激所诱导的突触信号的记录中，其数据量取决于信噪比和信号的变异度。对电刺激诱导的全细胞电流记录而言，高信噪比不是问题，但在记录自发突触信号时，信噪比就变得比较重要了。实验前最好做预实验，估计获得准确的均数所需记录的信号数。当然，也应了解给定的刺激频率下突触信号的稳定性。对于电刺激诱导的突触信号，其峰值的变异 系数较小，因此，以0.1Hz的刺激频率记录5~10次就足够了。对于自发性突触信号来说，信号峰值的变异度较大，通常大于20%，为得到较可靠的结果往往需要记录100个以上的信号。实际上，要得出准确的变异，往往需要记录成百上千次信号，这也是得到较可靠的信号峰值分布规律的必要条件。在低频刺激下记录突触信号时，要控制系统误差，使记录保持稳定，须要制备活性较好的标本，并要有配套的稳定的实验条件。精确的测量控制是保证实验数据可靠性的基础，而且，每次实验都要对其进行严格的评价。

6、突触反应的分析

(1)刺激诱发的突触反应的分析

突触反应的大小和形状 突触电流和电位的检测指标有潜伏时(latency)、峰值(amplitude)、10~90%上升时间(10~90% rise time)、1/2峰值时的波宽(half width)、失活的指数拟合时间常数(exponential decay curve)(图1)。潜伏时是刺激尾迹(stimulus artifact)的起始时间到突触电流或电位峰值的5%间的时间间隔(Zhang, 1994a)，潜伏时包括几部分的延迟突触前轴突发放和传播动作电位的时间、神经末梢去极化到递质释放的突触延迟、递质扩散到突触后并引起受体激活的时间。由于递质扩散和受体激活的速度相当快，因此，突触延迟是突触前神经末梢发放动作电位和出现突触后反应间的时间间隔(Isaacson, 1995;Katz, 1965;Zhang, 1994a)。

突触反应的幅度是其峰值与反应前基线间的差值。信噪比较低时，须要计算突触反应前多个点和突触反应峰值前后多个点的均值，然后，以它们间的差值作为突触反应的幅度。上升时间用从峰值的10%到90%的时间描述较为准确。由于潜伏时的存在，很难判断突触反应开始的时间和到达峰值的时间。当刺激尾迹严重地干扰了突触反应起始的判断时，也可以用20 ~80%上升段的时间来描述上升时间。突触反应时程可以用以下几种方法来描述：

1、1/2峰值间的时间，它包括了上升时间和下降时间；

2、突触反应的下降支经多种指数拟合(如单指数拟合、双指数拟合和多指数拟合)产生一个或多个时间常数(decay time constant)。

图2自发突触反应的分析。A将膜电位钳制于-70 mV时记录的微小兴奋性突触后电流B 多个微小兴奋性突触后电流升支相重合的叠加图及其波幅的直方图。

双脉冲易化(paired pulse facilitation, PPF)，即以较短的间隔重复刺激突触前纤维两次，第二次刺激诱发的突触反应大于第一次刺激的现象，这是一种突触前现象，它可反映突触前递质释放概率的变化。

最小刺激诱发的突触反应 记录最小刺激(仅能激活一个或少数几个突触前纤维的刺激)诱发的突触反应可用于估计量子的大小，这种刺激有时可以诱发突触反应(success)，而有时则不能(failure)，其诱导出的突触反应的均值可用于估计单个量子的大小。

可分析电刺激诱发的突触反应的软件 有许多常规软件均可用于突触反应的分析，如Axon公司开发的pClAMP软件包，WaveMetrics公司开发的Igor Pro等，均可用于电刺激诱发的突触反应的分析。

(2)自发性突触反应的分析

突触反应的检测 目前有三种方法判断自发性突触反应(Hwang，1999)。第一、峰值超过即定阈值，该方法受基线波动的影响较大，这可以通过基线加以弥补第二、峰值相对于基线的变化量超过阈值，它受高频噪声的干扰较大，而且，很难设定一个合适的阈值，为克服这些不足，可以在处理时对原始数据进行滤波处理，除去高频噪声第三、与即定的波形模板进行比较，然后，判断是否突触反应，该方法对符合模板的突触反应具有很高的敏感性，但在设定模板前，必须知道所要研究的突触反应的一系列参数的范围，如果模板设计不合理，将大大降低探测的敏感性，而且这种方式尤其不适于有信号重叠或多个突触成份数据的分析。

PCLAMP 9.0对自发突触反应的分析基于波形模板，只要模板设计得当，探测概率也较高。另外，Copenhagen等用Igor Pro开发了一个分析程序minifit.ipf。该程序对第二种方法做了一些改进，分三步探测突触反应。第一步，粗筛可能的突触反应，包括它们的起始时间和峰值时间第二步，用突触反应起始与峰值间的差值计算可能的突触反应的波幅，去除波幅 小于阈值的波形第三步，对起始点之前数点和峰值时间后的多个点取平均值，以排除噪声的影响，并计算两者间的差值对突触反应的峰值做更精确的估计，如果该波幅低于阈值，与会从数据库中被删除。除波幅阈值的判断标准外，该程序还还引入了上升时间、下降时间和波形时程范围等描述波形模板的参数来进一步判断突触反应。该程序还可用于测量突触反应的生物物理学特征。它可计算10~90%上升时间，描述突触反应的上升相的动力学。该程序调用了Levenberg-Marquardt非线性曲线拟合函数对突触反应的下降相做单指数或双指数拟合，通过双指数拟合与单指数拟合的比较检验，计算其失活时间常数。该程序还提供了一个非常有用的功能，就是将所有记录到的非连续的突触反应以上升支的中点为基础相叠加，做逐点平均，这样，既可以降低噪声，也可以计算其动力学特征参数。

总之，脑片膜片钳记录成功的前提是制备活性较好的脑片，记录条件优化后，实验的稳定性、可重复性和准确性均较高，在神经科学领域应用较为广泛。许多神经毒物可影响中枢神经系统的突触传递功能，脑片膜片钳技术将为实时、准确、高效地研究这些毒物作用的机制提供可靠的技术支持。

脑片技术(1)准备样品。

(2)取大鼠，断头，在60s内快速将脑取出并置于含95%氧和5%二氧化碳的冰冷生理盐水中冷却3-5min用清洁、锋利的解剖刀清除软膜等组织，在此过程中避免挤压和使脑变形的动作。(3)用氰丙烯酸盐胶(Cynoacrylate glue)将其按所需方向固定于切片装置的皿槽中，并放一块琼脂。即刻用冰水倾倒其上直到浸埋为止。保持脑组织在低温状态下以减小由于缺氧而损伤是至关重要的，并持续通气。

(4)用振动切片机切成400μm厚的切片，将切片移至内含32-35℃生理盐水的记录槽内，水中持续通以95%氧和5%二氧化碳气

(5)脑片放于5% CO2和95%O2饱和的Krebs碱性缓冲液5ml，在37℃下孵育5-15min平衡。(6)在35℃生理盐水中孵育30-60min后开始记录电活动(也有不进入这步，而直接在SS中孵育30min以上。

不用任何消化酶、避免酶损伤离子通道。一般脑片多用于膜片钳记录和脑片在位的原位分子杂交。

(1)膜片钳技术 常用方式有：吹打清洁后封接；盲插封接。第一种方法是用带有正压记录的记录微电极吹掉靶细胞周围的神经纤维网之后，再与细胞膜进行封接。这一过程是在红外微分干涉相差显微镜直视下进行。这种方法可在较大神经元上记录，也可在较小的神经元上记录，甚至可在一个神经元的不同部位插上不同电极。可以选择不同的细胞类型进行封接。但盲插法只要一般解剖显微镜即可，不需清洁，又可免去吹打对细胞及突触结构的伤害。但它不能选择细胞。目前已将膜片钳技术发展到与碳纤电极相结合的优点。可以检测到单个囊泡的释放。而膜电容监测方法难以测到胞吐和胞饮的过程。而碳纤电极原理是电化学方法，检测碳纤电极的前端加上可使被检测物质快速氧化的电压(如600-800mV)，使电极端面周围产生很强的电场，当可被氧化的物质接近这个电场时，就会被氧化释放电子到碳纤电极从而产生电流。

根据测量的需要，通常在碳纤电极上加上恒 定电压和周期电压。采用恒定电压的安培测量法具有最高的时间分辨率，而采用周期电压的快循环电压测定法(如采用周期三角波)则可区分被氧化物质类别。一般碳纤电极为5-10μm，电极一端与放大器相连，周围部分的浴液必需绝缘。碳纤电极必需牢固固定,以保持刚性减小振动。而且碳纤电极的电流放大器必需要有足够的带宽(3-5KHz)，一般膜片钳放大器能满足要求。普通的碳纤电极主要插于玻璃毛细管中用玻璃电极拉制器搠制。可用胶粘接碳纤维和玻璃管以保证二者紧密结合。但碳纤电极也有一个缺点即是记录的是细胞局部活动而非全细胞。

(2)脑片杂交。

(3)脑片标记，使突触摄入放射性标记神经递质或前体，然后神经脑片摄入，使神经末梢递质贮存库被选择性标记。在37℃孵育30-60min，然后用灌流液冲洗脑片，将脑片移入小室中灌流。灌流小室由直径5mm的玻管制面，两 端用塞子，调整塞子位置，使小室内的体积为0.25-0.3ml。两头为流入管和流出管，为使脑片去极化，可加入一根铂金丝作为刺激电极。每小室中移入2-5片脑片，用37℃灌流液灌流小室，速度为0.25-0.3ml/min，收集灌流液(每2-5min收集一次，共20-30min)，测定基础释放量。然后用电极刺激或加入不同物质，使之去极化，测定流出液的放射性活性。用液体闪烁记数仪或HPLC电化学检测。℃℃

(4)举例

海马脑片神经元中的K+浓度测定法 先准备好振动切片机，并将所有器械将要接触大鼠脑部位的部分放于4℃的细胞外液中。切片机切片刀先放一块琼脂，后脑组织可用502胶水或其它的胶张贴)成年大鼠，体重120-200g，乙醚麻醉下切开头皮，暴露颅骨，断头取脑。(幼年大鼠更好，则不必切开头皮和麻醉，可直接断头取脑，取脑过程中，不断地加4℃SS，并将枕叶和额叶切除，放于切片机通气的4℃的SS液体中)。取脑后放置于4℃，95%O2，5%CO2混合气体饱和ACSF中净血降温，然后将脑置于用人工脑脊髓液预先湿润的滤纸上，沿正中线分开大脑半球，由脑腹内侧沿皮层边缘剥离双侧海马，在4℃供氧条件下，用刀片垂直于海马长轴，用手切将其切成400-500μm的脑片，将全部脑片置于36℃ACSF中，并不断通入混合气，孵育2h，ACSF pH调节7.3-7.4。(或将脑组织放于振动切片机上，基本控制大致的位置。用切片机切成8片左右，再取其 中较好的几片进行实验，将脑片在SS中将丘脑部分去除，保留皮层和海马，取海马CA1区，可以皮层的嗅沟作为标记。再的取出切片放于孵育液中，通气的孵育30min以上，再打碎所要部分的细胞，进行实验。)

实验时，将孵育脑片置于36℃恒温浴槽内的尼龙网上，液面略高于液气交界面，并不断通入混合气体供氧，气体流量控制在400/分钟，ACSF由蠕动泵以2-4ml/min速度持续灌流。双极不锈刚电极置于CA3区神经纤维 上，刺激电流0.3-1nA，时间为50-150ms，Ag-AgCl作参考电极，一端连碚灌槽，另一端与离子计、示波器接地相连。用多维手动微电极推进器分别将普通及K+选择性微电极刺入神经细胞内。两电极尾部均经Ag-AgCl丝与ISE-1型离子计探头相连，从离子计数字监控表测刺激前后细胞膜电位(Em)、离子电极电位(Ee)及反应离子活度的电位(Ek=Ee-Em)，并将Em, Ee显示于示波器中，实验后将刺激前后电极电位换算成相应神经元K+活度，并加以校正。

在测量时，理想的配置方案是让离子选择性微电极和普通微电极两者同时都在同一神经元中。那么两电极的Em值相同。若不能在同一神经元，则多测几次求其增均值。不过，用双管微电极，则必须用两个放大器。活度测定一般采取校正曲线法。

注意(1)拉制微电极时，颈部不能太长，以便于液膜和内充液的灌注。

(2)电极硅化时，防止硅化层太厚而阻塞尖端。(3)选择电极前，一定要先测量电极的稳定性，选择好的电极。(4)灌注离子交换剂时，若内有气泡，可用手拉伸玻璃针把它引出，但要在放大100倍显微镜下观察进行.(5)钾离子选择性电极使用前，应将电极下端浸入0.1mol/L KCl溶液内，静置1-2h，否则电极可能会出现明显 的电位漂移。(6)为避免电极污染，制成后不宜久放，宜于当天使用。(7)脑薄片制作时，要在冰浴中进行，以减少术中出血。且以快而不损伤组织为原则。注意尽可能剥净脑膜，切片避免薄片变形，破裂或卷曲。(8)人工配制脑脊髓时，溶液用ddH2O及化学试剂新鲜配制。灌流液灌注速度以每分钟灌注更新率达6-10次不宜。

附 离子选择性微电极，即离子敏感性微电极(ISME)，其特点对细胞损伤小，可制成双管微电极。当钾离子选择性微电极插入神经元内，产生电位Ee是反应细胞内K+的电位和细胞膜电位Em之和，即Ee=E+Em。另一普通微电极插入神经元内，可记录到细胞膜电位Em，通过减法器，可得到E=Ee=Em，再通过校正双曲线法，可求得细胞内K+离子活度。

1单管选择性微电极的制作(1)微电极处理 选用硬度高(GG-17)、管壁厚、或电阻率较高的玻璃毛坯，经1:1浓硫酸和浓硝酸浸泡，自来水冲洗，蒸馏水煮沸后烤干备用。用微电极拉制仪拉成小于1μm的微电极。直流电阻为50±10MΩ。

(2)电极尖端疏水化 洁净玻璃表面具有亲水性，故充灌的非水溶性离子交换剂将很快被水相物质所取代。因而，在灌注离子交换剂前，需对电极尖端进行疏水化处理。即硅化。在直径约15cm，高约3cm玻璃盘内放入约10根玻璃微电极。上面加盖，盖上有一小孔。加温到150℃，维持15-30min以烘干电极，在小孔中滴入六甲基二硅烷约300μl，维持在150℃约40-60min，用其蒸气硅烷化。还可将少量15%六甲基二硅烷注射到微电极转窄处。由于存在微丝，硅化溶液会自然充入微电极顶部。注入硅化液的微电极应在室温下静置1h，然后置250℃烘箱同烤1h。加热蒸去未与玻璃键合的硅化液组分。

(3)离子交换剂和内部电解质溶液的灌注 将玻璃电极倒置在金属框中，并放在250℃烘箱烘1h。冷却后，用毛细玻璃管自尾部向硅烷化后的电极尖端注入相应的0.5mol/L KCl，至电极肩部为止。然后将玻璃管自尾部向硅烷化后的电极尖端注入相应的0.5mol/L KCl，至电极肩部为止。然后将玻璃微电极尖端1-2mm浸入Fluka K+-Cocktil 60031 10min左右，树脂可在电极尖端形成100μm左右液柱，最后作尾部灌注时，如果硅化处理良好，树脂注入后略加引导，会自动流向尖端，且树脂与玻璃封接稳定。

(4)尾端处理 为防止水分蒸发，在尾部封以矿物油，然后将Ag-AgCl丝导入。现在一般有固定的玻璃管，不必进行特殊处理了。一般拉微电极，分两步，拉出的微电极尖端细，但尖端不长。一般第一步温度为60.2℃，第二步为37℃。玻管应放直，否则可能拉出的玻管不正。

2双管微电极制作。(1)将两单管毛坯粘在一起或火焰中封在一起。(2)拉成双管微电极(3)在加压下用蒸馏水充注一管，使其防止硅烷化。(4)将别一管顶端于硅酮溶液中浸5-10s，使其从顶端起200-500μm内硅化。(5)加热干燥整个双管电极，从20℃开始至200℃至少烤1h。(6)借助显微镜操纵器将其顶端顶着的瓷物撕开，通常使尖端为2-3μm。(7)用直接注射法，以0.15mol/L NaCl水溶液充注非离子选择管。(8)将电极浸入离子交换树剂内约10-15s，以便液体离子交换剂灌入硅化管顶端。(9)用注射法以0.5mol/L KCl灌注此管的其余部分。(10)尾端封以矿物油。然后将Ag-AgCl丝导入。

3钾离子选择性微电极的保存。经硅化后电极未充液前可保存数天，最好在干燥空气中保存。微电极保存待用时，需将其顶端浸在0.5mol/L KCl中。

4K+选择性微电极校准。每次测定前，要在各种不同浓度KCl(3-300mmol/L)溶液(150mmol/L NaCl作背景)测试各电极的灵敏度。KCl溶液浓度每变10倍，钾离子选择性微电极反映出电位斜率为50-55mV，斜率过低时，弃去不用。

注(1)微电极多次插入和拔出细胞，其尖端可能受损或污染上杂质，使其输出电位变得不稳定。因而每次测量时，都要检查插入细胞前和拔出细胞后的电位值是否一致，若不一致，则测量数据无效，应更换微电极。(2)离子选择性微电机有测量的是离子活度，而不是离子浓度。离子活度(a)与离子浓度(c)之间关系：a=f•c。f为活度系数，主要决定于溶液的离子强度和离子电荷数，同时也在某种程度上决定于溶液的组分。因而在生物介质高离子强度下，不能再用离子浓度代替活度。(3)整个测量应在恒温和屏蔽下进行。(4)应维持细胞的正常生理状况。

第三篇：神经电生理进修总结

为期6个月的进修生活转眼就要结束,收获颇多，故而感觉时间过得真快。期间收获令我受益匪浅并将受益终身。来安徽医科大学第一附属医院后，进入神经电生理室学习肌电图与诱发电位诊疗技术，期间我严格遵守医院及科室的各项规章制度，尊敬师长，团结同事，严格律己，努力将理论知识结合实践经验，不断总结学习方法和经验，培养自己独立思考、独立解决问题的能力。

在6个月的进修学习，带教老师仔细耐心的教导我，在带教老师的指导和自己的努力下我对神经电生理有了一个更全面的认识，了解掌握了肌电图与诱发电位诊疗技术及相关注意事项，熟悉了解肌电图与诱发电位检查适应症和禁忌症，对一些常见病、多发病的肌电图表现有了更直观、详细的了解，基本能够独立完成肌电图与诱发电位检查的操作与报告的书写，基本完成了进修的学习任务。

进修结束后，我将继续努力，不断学习，将所学知识投入到全心全意为患者服务的工作当中去。

第四篇：实验3 蟾蜍坐骨神经干电生理实验

生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 实验3 蟾蜍坐骨神经干电生理实验

【摘要】 目的 运用电生理实验技术测定蛙类坐骨神经干的单相、双相动作电位和其中Ａ类纤维冲动的传导速度，并观察机械损伤、药物对神经兴奋和传导的影响。方法 采用RM6240微机生物信号处理系统，通过电生理的方法来测定蛙坐骨神经干的单相、双相动作电位的电位和时程以及其中Ａ类纤维冲动的传导速度。并采用夹伤神经和加不同药物等处理措施，记录一定刺激强度下坐骨神经动作电位的大小变化，从而分析坐骨神经干动作电位的影响因素及机制。

结果 动作电位的传导速度为31.76±3.63 m/s，阈刺激强度为0.28±0.03 V，最大刺激强度为1.21±0.36 V。中枢端引导动作电位正相和负相振幅分别为3.15±1.87mV和 2.11±1.46mV，末梢端引导动作电位正负相振幅分别为7.04±2.01 mV和 3.89±1.46 mV，与中枢端引导时的动作电位振幅比有显著性差异（p<0.01）；夹伤神经干后，动作电位振幅为8.49±2.48 mV，时程为 1.73±0.40 ms，与末梢端引导时正相波时程比有显著性差异（p=0.002<0.01）。引导电极间距离分别等于10mm、20mm和30mm时，动作电位正相振幅：A110为 7.07±1.87 mV，A120为 9.57±3.08 mV，A130为 9.75±3.33 mV，负相振幅：A210为 3.87±1.19 mV，A220为 5.35±2.23 mV，A230为 4.44±2.39 mV，A120、A130分别与A110比均有显著性差异（p<0.05），A220与A210比有显著性差异（p<0.05），A230与A210以及A220与A230比没有显著性差异（p>0.05）。3mol/L KCl处理前Ac正相振幅为 2.57±0.75 mV，负相振幅为1.28±0.52 mV，处理后5min A5正相振幅为3.16±0.97 mV，负相振幅为0.12±0.18mV；Dc正负相时程分别为 1.30±0.26 ms和2.00±0.65 ms，处理后5min D5正负相时程分别为 1.94±0.44 ms和0.31±0.44 ms。A5与Ac相比以及D5与Dc相比均有显著性差异（P<0.05）。3％procaine处理前Ac正相振幅为 7.43±0.92 mV，负相振幅为4.17±0.75 mV；处理后5min A5正相振幅为8.54±1.88 mV，负相振幅为2.92±1.76 mV。Dc正负相时程分别为 0.88±0.21 ms和1.99±0.50 ms，处理后5min D5正负相时程分别为 1.02±0.29 ms和 2.13±0.79 ms。A55与Acc相比以及D55与Dcc相比均有显著性差异（p<0.05）。结论 神经冲动在神经纤维内可以双向传导，传导速度为

m/s。双相动作电位是神经冲动先后通过两个引导电极形成的，为正相波与负相波叠加后的结果。坐骨神经干的动作电位及传导过程不表现“全或无”现象，当刺激电压从阈刺激增加至最大刺激的过程中，神经干动作电位振幅随刺激电压增加而增高。KCl处理神经干过程中，由于阻滞了K+的外流，动作电位的振幅随时间延长逐渐减小，至5min时已基本为0。procaine处理神经干后，由于阻滞了Na+的内流，动作电位的振幅逐渐变小。

【关键词】神经干 刺激 复合动作电位 单相动作电位 双相动作电位 传导速度

神经纤维在接受阈上刺激后产生动作电位（全或无），产生后沿其神经纤维以一定的速度传导。神经干由许多神经纤维组成，从神经干引导的动作电位是这些神经纤维的复合动作电位。通过置于神经干上的电极，可以引导出不同的单相、双相动作电位。不同的神经纤维传导速度也不同，蟾蜍坐骨神经干主要由Aα类纤维组成，传导速度约为30-40m/s。神经损伤以及药物作用等对神经的兴奋、传导都具有影响。本实验通过测定不同条件下神经干动作电位参数变化，探讨其机制。

1.材料和方法

1.1实验动物

蟾蜍（中华蟾蜍指名亚种，Zhuoshan Toad）生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 1.2药品

任氏液、3%procaine、3mol/LKCl.1.3 器材

RM6240微机生物信号处理系统（成都仪器厂）、神经标本屏蔽盒。1.4坐骨神经干制备

蟾蜍毁脑脊髓，去上肢和内脏，下肢剥皮浸于任氏液中。蟾蜍下肢背面向上置于蛙板上，剪去尾椎；标本腹面向上，用玻璃分针分离脊柱两侧神经丛，用线在近脊柱处结扎，剪断神经；将神经干从腹面移向背面。标本背面向上固定，从大腿至跟腱分离坐骨神经。坐骨神经标本置任氏液中备用。1.5仪器连接和参数

“实验”菜单中选择生理科学实验中的“神经干动作电位”进入实验信号记录状态。仪器参数：

1、2通道时间常数0.02s、滤波频率1KHz、灵敏度5mV，采样频率40kHz，扫描速度0.5ms/div。单刺激方式，刺激幅度1.0V，刺激波宽0.1ms，延迟5ms，同步触发。1.6 动作电位引导

神经干标本置于标本盒的电极上，神经与电极接触良好，调节刺激电压，记录动作电位。

2.观察项目

2.1 蟾蜍坐骨神经干复合动作电位参数测定

2.1.1 将神经干中枢端置于刺激电极处，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，测定第一对引导电极引导的双相动作电位正相波与负相波的振幅（Ac1、Ac2）和时程（Dc1、Dc2）。

2.1.2 将神经干末梢端置于刺激电极处，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，测定第一对引导电极引导的双相动作电位正相波与负相波的振幅（Ap1、Ap2）和时程（Dp1、Dp2）。

2.2 动作电位传导速度测定

将神经干中枢端置于刺激电极处，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，记录通道1、2产生动作电位起始时间之差，根据υ＝ S R1-R2 / Δt 计算出AP的传导速度。

2.3 引导电极间距离的变化对动作电位振幅的影响

取下第二对引导电极，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，分别记录第一对引导电极间距离为10mm，20mm，30mm时的动作电位的正负相振幅（A1、A2）。2.4 单相动作电位引导

用镊子将第一对引导电极之间的神经夹伤，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，测定第一对引导电极引导的单相动作电位的振幅（Am）和时程（Dm）。2.5 刺激强度（U）变化对动作电位振幅（A）的影响

用刺激波宽0.1ms，刺激电压从0.1V按步长0.05V不断增加，测定不同刺激电压下动作电位振幅的变化，直到动作电位不再增大为止。记录阈刺激强度（Uth）和最大刺激强度（Umax）以及所对应的动作电位振幅。2.6 3mol/L KCl溶液处理后的影响

将一小块浸有3mol/L KCl 溶液的滤纸贴附在第2对引导电极的后一电极的神经干上，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，记录KCl溶液处理前及处理后5min时，第一对引导电极引导的动作电位振幅（Ap）和时程（Dp）。2.7 3%procaine处理后的影响 生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 换一神经干，将一小块浸有3%procaine溶液的滤纸贴附在第1 对引导电极的后一电极的神经干上，用刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms的方波刺激神经干，记录procaine处理前及处理后5min时，第一对引导电极引导的动作电位振幅（Ap）和时程（Dp）。

3.结果

3.1 刺激波宽0.1ms时，阈刺激Uth为0.28±0.03 V；最大刺激1.21±0.36 V，刺激电压1.0V时，动作电位的传导速度为31.76±3.63 m/s。（见表1）

表1 蟾蜍坐骨神经干阈刺激、最大刺激和传导速度

sample Uth(V)

Umax(V)

V(m/s)1 2 3 5 6 7 8 9 x±s 0.30 0.32 0.30 0.25 0.25 0.30 0.26 0.24 0.28±0.03 0.99 1.16 1.30 1.25 1.80 1.50 1.10 0.59 1.21±0.36* 30.77 31.75 28.17 28.17 34.48 31.25 30.30 39.22 31.76±3.63 *p＜0.01 vs阈刺激组。

刺激波宽0.1ms，刺激电压从0.1V按步长0.05V不断增加时，当刺激电压小于阈刺激时，不产生动作电位；当刺激电压大于阈刺激小于最大刺激时，动作电位振幅不断增大；当刺激电压大于最大刺激时，动作电位振幅不再增大。动作电位振幅与刺激电压的变化关系见图1。

图1 不同强度刺激电压对蟾蜍坐骨神经干动作电位振幅的影响

65432100.000.250.500.751.001.25

3.2 刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms时，中枢端引导时动作电位，正相和负相振幅分别为3.15±1.87 mV和 2.11±1.46 mV，两者有高度显著性差异（p=0.001<0.01)；动作电位正 生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 负相时程分别 0.95±0.16 ms和 1.68±0.41 ms，两者有高度显著性差异（p=0.0004<0.01)；末梢端引导时动作电位正负相振幅分别为 7.04±2.01 mV和 3.89±1.46 mV，与中枢端引导时的动作电位振幅比有高度显著性差异（p<0.01）；动作电位正负相时程分别为 0.98±0.18 ms和 2.02±0.48 ms，与中枢端引导时没有显著性差异（p>0.05)。（见表2）

表2 蟾蜍坐骨神经干中枢和末梢引导的复合动作电位

sample Ac1(mv)Ac2(mv)

Dc1(ms)

Dc2(ms)

Ap1(mv)

Ap2(mv)

Dp1(ms)

Dp2(ms)1 2 3 4 5 6 7 8 9 x±s 4.98 2.86 4.64 1.69 6.23 1.81 0.99 1.27 3.92 3.15±1.87 3.03 2.15 2.72 1.10 5.23 1.27 0.56 0.72 2.20 2.11±1.46** 0.84 0.90 0.83 1.32 1.04 0.93 0.98 0.80 0.87 0.95±0.16 1.52 1.60 1.11 1.96 2.31 1.40 1.31 2.23 1.70 1.68±0.41** 8.02 7.00 8.99 5.35 9.86 8.11 3.31 5.79 6.91 7.04±2.01* 4.27 4.41 6.13 2.09 4.16 5.24 1.36 3.79 3.59 3.89±1.46* 0.94 0.84 0.88 1.37 1.13 1.04 1.02 0.81 0.80 0.98±0.18 1.97 1.69 1.19 2.56 2.67 1.97 1.59 2.41 2.09 2.02±0.48 *p<0.01 vs中枢端引导组；**p<0.01 vs正相波。

3.3 夹伤神经干后，动作电位振幅为 8.49±2.48 mV；时程为 1.73±0.40 ms，与末梢端引导时正相波时程比有高度显著性差异（p=0.002<0.01）。（见表3）

表3 蟾蜍坐骨神经干双相和单相复合动作电位

sample Ap1(mV)

Ap2(mV)

Dp1(ms)

Dp2(ms)

Am(mV)

Dm(ms)1 2 3 5 6 7 9 x±s 8.05 7.00 8.99 9.86 8.11 3.76 7.61 7.63±1.94 4.18 4.41 6.13 4.16 5.24 1.95 4.05 4.30±1.28 0.93 0.84 0.88 1.13 1.04 0.94 0.83 0.94±0.11 1.96 1.69 1.19 2.67 1.97 1.77 2.26 1.93±0.46 8.40 2.06 8.62 2.19 10.66 1.44 11.66 2.19 7.85 1.33 3.80 1.35 8.45 1.53 8.49±2.48 1.73±0.40* *p<0.01 vs末梢端引导时正相波。

3.4 刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms，第一对引导电极间距离分别等于10mm、20mm和30mm时，末梢端引导的动作电位正相振幅：A110为 7.07±1.87 mV，A120为 9.57±3.08 mV，A130为 9.75±3.33 mV，A120、A130分别与A110比有显著性差异（p<0.05），A120与A130比没有显著性差异；负相振幅：A210为 3.87±1.19 mV，A220为 5.35±2.23 mV，A230为 4.44±2.39 mV，A220与A210比有显著性差异（p<0.05），A230与A210以及A220与A230比没有显 生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 著性差异（p>0.05）。（见表4）

表4 引导电极间距离对坐骨神经干动作电位振幅的影响(mV)sample 10mm A1

A2

A1

20mm

A2

A1

30mm

A2

x±s 8.38 6.92 7.94 5.26 10.06 8.02 3.76 5.96 7.32 4.18 4.46 4.08 2.15 4.42 5.83 1.95 3.96 3.83 3.87±1.19

7.07±1.87

12.19 8.11 8.83 6.35 14.97 11.68 5.02 8.54 10.48 9.57±

3.08* 7.74 4.65 3.68 3.49 7.82 7.40 1.45 5.26 6.69 5.35±2.23*

12.65 8.21 8.29 6.41 15.91 12.09 5.35 8.48 10.37 9.75±

3.33*,** 8.70 2.82 2.33 3.24 7.67 4.42 2.39 2.70 5.65 4.44±2.39#,** *p<0.05 vs 10mm组，#p>0.05 vs 10mm组，**p>0.05 vs 20mm组。

3.5 刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms，3mol/L KCl处理前Ac正相振幅为 2.57±0.75 mV，负

相振幅为1.28±0.52 mV。处理后5min A5正相振幅为3.16±0.97 mV，负相振幅为0.12±0.18mV。A5与Ac相比有显著性差异（p<0.05)；Dc正负相时程分别为 1.30±0.26 ms和2.00±0.65 ms，处理后5min D5正负相时程分别为 1.94±0.44 ms和0.31±0.44 ms。D5与Dc相比有显著性差异（P<0.05）。（见表5）

表5 3mol KCl 对坐骨神经干动作电位振幅和时程的影响

sample Ap1(mV)5

Ap2(mV)c

c

Dp1(mS)

Dp2(mS)c

c

2.14 1.47 1.78 2.42 2.80 2.99 3.60 3.38 2.57±

0.75 1 2 3 4 5 7 8 9 x±s 2.87 1.80 2.26 2.50 4.41 3.24 3.92 4.31 3.16± 0.97*

1.54 1.42 1.21 0.84 2.33 1.27 0.70 0.89 1.28±

0.52 0.24 0.21 0.48 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.12± 0.18

1.40 1.32 1.10 1.72 1.35 1.30 1.40 0.82 1.30±

0.26 2.27 1.62 1.40 2.62 1.86 2.39 1.82 1.57 1.94± 0.44*

1.90 1.57 1.19 3.31 2.03 2.19 2.32 1.52 2.00±

0.65 1.03 0.66 0.78 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.31± 0.44 *p<0.05 vs处理前

3.6

刺激电压1.0V，刺激波宽0.1ms，3％procaine处理前Ac正相振幅为 7.43±0.92 mV，负相振幅为4.17±0.75 mV。处理后5min A5正相振幅为8.54±1.88 mV，负相振幅为2.92± 生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 1.76 mV。A55与Acc相比有显著性差异（p<0.05)；Dc正负相时程分别为 0.88±0.21 ms和1.99±0.50 ms，处理后5min D5正负相时程分别为 1.02±0.29 ms和 2.13±0.79 ms。D55与Dcc相比有显著性差异（p<0.05）。（见表6）

表6 3% procaine 对坐骨神经干动作电位振幅和时程的影响

sample Ap1(mV)5`

Ap2(mV)c

5`

c

Dp1(mS)

5`

Dp2(mS)c

5`

c

7.66 9.03 7.88 6.40 7.65 6.50 6.86 7.43±

0.92 1 2 3 4 5 7 9 x±s 9.95 11.10 8.85 6.42 9.86 6.47 7.12 8.54±1.88*

4.42 5.03 5.06 3.40 3.86 3.15 4.26 4.17±

0.75 5.70 1.42 2.59 2.43 2.50 0.88 4.90 2.92±1.76

0.91 0.95 0.63 1.10 1.06 0.93 0.56 0.88±

0.21 0.95 1.23 0.80 1.22 1.25 1.21 0.50 1.02±0.29*

2.05 1.97 1.18 2.10 2.81 2.20 1.64 1.99±

0.50 3.34 1.43 1.35 2.52 2.82 1.40 2.05 2.13±0.79 *p<0.05 vs处理前

4.讨论

4.1 中枢端引导和末梢端引导时均能产生动作电位，说明神经冲动在神经纤维内可以双向传导。且中枢端引导和末梢端引导时产生的动作电位的时程没有显著性差异，说明神经冲动的传导速度与神经冲动的传导方向是没有关系的。文献资料显示蛙类神经冲动的传导速度在20℃时约为30m/s。实验中测得的蟾蜍坐骨神经干动作电位传导速度为27.61±8.19m/s，与文献数据相比有意义，说明神经干标本生理功能完好。

4.2

神经传导依靠局部电流来完成，要求神经纤维在结构和功能上都是完整的。实验中将两引导电极间的神经夹伤后，神经冲动传导被阻断，可观察到双相动作电位的负相波消失，只形成一正相波。由此可见，双相动作电位是神经冲动先后通过两个引导电极形成的。当冲动通过第1个电极时，产生第一次动作电位，即我们所观察到的正相波；当冲动通过第2个电极时，产生第二次动作电位，即我们观察到的负相波。我们所观察到的双相动作电位实际为正相波与负相波叠加后的结果。实验中观察到单相动作电位的时程显著长于双相动作电位正相波的时程；逐渐增加两引导电极间距离，单相动作电位的振幅也逐渐增大。这些也都证明了观察到的双相动作电位为正相波与负相波叠加后的结果。

4.3 实验中观察到双相动作电位的正相波振幅显著大于负相波的振幅。因为一条神经干是由许多条神经纤维以及纤维间的结缔组织组成的，神经干的动作电位应为每一条神经纤维动作电位叠加的结果。由4.2可知双相动作电位是神经冲动先后通过两个引导电极形成的。当神经冲动经过第1个电极时，每条神经纤维产生动作电位叠加后即为正相波的振幅；当神经冲动经过第2个电极时，由于某些神经纤维处于不应期内，从而产生第二次动作电位的神经纤维数量减少，叠加后的值小于第一次，即正相波振幅大于负相波的振幅。

4.4 刺激电压从阈刺激增加至最大刺激的过程中，神经干动作电位振幅随刺激电压增加而增高，说明坐骨神经干的动作电位及传导过程不表现“全或无”现象。

4.5 动作电位的产生是由于Na+跨膜内流和K+跨膜外流形成的，而离子跨膜流动的动力主 生理科学实验报告—实验3 神经干

李丹阳 2006.09.28 要来自其浓度梯度。细胞在静息状态时膜内[K+]高与膜外。当用KCl处理神经干时，膜外[K+]增高，因此K+的浓度梯度减小，K+跨膜外流减少，导致动作电位振幅减小。随着时间延长，膜外[K+]继续增高，当增至膜内外[K+]相同，即不再产生动作电位。因此KCl处理神经干过程中，动作电位的振幅随时间延长逐渐减小，至5min时已基本为0。

4.6

Procaine为局部麻醉药，可作用于神经细胞膜Na+通道，封闭Na+通道，阻滞Na+的内流，从而使动作电位振幅下降，甚至完全丧失产生动作电位的能力。实验中procaine处理神经干后动作电位振幅逐渐变小，与理论相一致。

【参考文献】

（1）姚泰.生理学.人民卫生出版社.北京.2002.4第1版.（2）陆源,夏强等.生理科学实验教程.杭州：浙江大学出版社，2004.

第五篇：儿童眼底病诊断与视觉电生理应用

儿童眼底病诊断与视觉电生理应用

阴

正

勤

第三军医大学西南眼科医院，重庆

视觉电生理技术

在儿童的视觉电生理检查中，常用的检查方法

视网膜电图（Electroretinogram , ERG)和视觉诱发电位(Visual evoked potential, VEP)

国内目前在全视野ERG检测中存在的问题：

1、全视野ERG临床应用不够：

有关视网膜电图临床应用和实验研究的文章有237篇(2004,10-2009,10)其中有205篇是视网膜电图临床应用方面的文章，包括全视野ERG、图形ERG、多焦ERG和局部视网膜电图(Focal ERG)全视野ERG临床应用和研究的文章只有51篇，占总数的1/4

2、全视野ERG检测的病种偏少： 51篇10多种病变。

全视野ERG能诊断和鉴别诊断涉及以下各类约近100种视网膜视神经病变：

1)弥漫性感光细胞营养不良；2)静止性视锥功能障碍；3)静止性夜盲；4）遗传性黄斑营养不良；5）脉络膜细胞营养不良；6）玻璃体视网膜营养不良；7）炎症性视网膜脉络膜病变；8）视网膜血管性病变；9）药物中毒性视网膜病变；10）维生素D和类视黄醇缺乏；11)视神经和神经节细胞病变；12）糖尿病视网膜病变；13)视网膜脱离；14）眼外伤；15）视网膜血管样条纹；16）其它综合征

全视野ERG是各类视网膜手术、药物治疗和临床研究中疗效评价的客观指标

3、全视野ERG检测方法不标准、结果描述不规范

来自不同医院的研究者存在较大差异：综合实力较强的单位的科研人员，全视野ERG检测操作很正规，描述较详细。具体包括：1）基本技术准备； 2）操作过程；3）结果的展示； 4）统计方法。

某些地方基层医院的研究报告，存在很多不严谨和不规范的情况：如电极的安放位置，刺激光强度的选择，间隔时间等。

特别是对于结果分析，很多基层研究者对统计技术不熟悉，采用均数和标准误来描述非正态分布的数据，并用t检验和方差分析进行差异分析。所得出的结果，存在较大误差。

一、视网膜电图

视网膜电图是视网膜受不同形式光刺激后产生的电位变化，它反映了视网膜的功能状态，具有客观性和无创性等优点，已成为眼科临床的重要辅助诊断工具。分类

闪光ERG（Flash ERG）图形ERG（Pattern ERG）多焦ERG（Multifocal ERG）

（一）全视野视网膜电图的国际标准

ISCEV – International Society for Clinical Electrophysiology of Vision国际临床视觉电生理学会 1989年ISCEV首次建立全世界通行的ERG检查规范，随后不断更新(1999,2004,2008)电生理符合ISCEV指导原则后必须达到： 可重复性

可对照性

具有实时波形 稳定性以及安全性 ISCEV现有标准

视觉电生理诊断法的指导原则 临床视网膜电图标准 临床眼电图标准

临床视觉诱发电位标准 临床图形视网膜电图标准

基本的多焦ERG技术指导原则

1、标准的ERG检查项目(闪光亮度 cd.s.m-2)暗视0.01 ERG(既往叫视杆细胞反应)暗视3.0 ERG(既往叫最大混合反应)暗视3.0 振荡电位

明视3.0 ERG(既往叫视锥细胞反应）明视30Hz闪烁光反应

2、确定了背景和闪光刺激的强度

在原来刺激光、背景光强度范围的基础上，将光强度规范为固定值：①标准刺激光强度为3.0 cd·s·m-2 ②明适应时背景光强度为30.0 cd·m-2

③暗适应0.01 ERG，刺激光强度为：0.01 cd·s·m-2 ④暗适应3.0 ERG刺激光强度为：3.0 cd·s·m-2 ⑤暗适应3.0振荡电位刺激光强度为：3.0 cd·s·m-2 ⑥明适应3.0ERG刺激光强度为：3.0 cd·s·m-2 ⑦明适应3.0闪烁ERG刺激光强度为：3.0 cd·s·m-2

3、增加的ERG检查项目 黄斑或局部ERG 多焦ERG 图形ERG

早期感受器电位(ERP)暗适阈值反应(STR)Direct-current ERG 长期间明适ERG(on-off反应)双闪光ERG

（二）标准全视野ERG检查中的注意事项

1、电极——记录电极

角膜接触电极或贴靠球结膜电极，包括 角膜接触镜电极 导电纤维电极 铂金电极 结膜环状电极 角膜丝电极

角膜接触镜电极最常用、最稳定，幅值最高 中央透明区尽可能大 周边分离眼睑

采用非灌注、非变应原的、相对低粘度的离子导电液体（<0.5%甲纤）表麻仅应用于角膜接触镜电极

操作者须了解自己所选电极的眼部接触状况、电极阻抗、相应波形和幅度，建立自己实验室参数

参考电极

最好掺合到角膜接触镜电极翼镜，接触结膜形成双极电极，这样电学上最稳定 可置于眶缘、记录眼颞侧或前额，但会有眼交叉或皮层诱发电位信号干扰的风险

电极

应清洁皮肤，并采用合适的导电膏或凝胶 参考电极和地电极阻抗<5kΏ

在没有光线刺激时电压基线应保持平稳 参考电极需由非极化材料做成 每次使用之后电极需清洁和消毒

电记录设备

放大器：带通应在0.3-300Hz，Ops和其他要求下带通还需调整 前置放大器的输入阻抗>10MΩ

需能处理交流耦合以及电极产生的补偿电位

注意事项： 患者的隔离

患者应电学隔离，保证安全

3、数据显示和平均

记录的最终结果显示没有干扰

示波器或电脑数字系统分辨率都很好 数字仪器的采样频率应不低于1kHz 通过电脑ERG波形可以很快显示，从而连续地监视记录的稳定性并进行调整 ERG信号能很好地平均

所有单个闪光反应至少20ms以上 临床操作程序

扩瞳：尽量放大瞳孔

暗适或明适前：记录视杆ERG需暗适应20分钟，明适记录视锥反应需10分钟 先明适或先暗适取决于操作者

戴角膜接触镜先暗适可减少时间，在微弱红光下植入电极 尽量避免在ERG检测前行FFA，否则要暗适1h 正常值

建议每个实验室针对各自的设备和本地人群，建立自己的ERG正常值 检查报告或文章发表需要附录自己的正常值范围 电极、设备和操作均会影响ERG幅值 ERG参数在婴儿期迅速增高，随后稳定

（三）全视野ERG记录和判读中的影响因素

1、刺激持续时间(duration of stimulus)对全视野ERG反应的影响：

明适应全视野ERG最长刺激持续时间不超过20ms;暗适应FERG最长刺激持续时间不超过100ms。

如果保持刺激光持续时间恒定，增加强度，不仅使反应的幅度增加，而且使反应的潜伏期缩短；相反，如果保持刺激光强度不变，延长持续时间，则会使潜伏期延长

2、视网膜光照区域大小对全视野ERG反应的影响：

全视野ERG源于视网膜对光的散射和基本一致的均匀反应。无论刺激光的强度有多大，要得到ERG的反应，视网膜的光照面积（stimulus areas）至少要有20mm2

3、刺激的间隔时间对全视野ERG反应的影响：

全视野ERG检查中，每项检查的间隔时间是非常重要的，特别是记录时间长、刺激强度大的情况下尤其如此。暗适应和明适应间检查的间隔时间要足够长，否则，反应的幅度和潜伏期都会降低

4、瞳孔大小对全视野ERG反应的影响：

全视野ERG记录时瞳孔应充分散大。对青光眼用了缩瞳剂的病人，由于到达视网膜的刺激光减弱，因而，反应幅度可能会减少。

5、循环系统疾病和药物对全视野ERG反应的影响

高血压病人的全视野ERG反应幅度比正常人升高。一些血管扩张药物，如罂粟碱，氯乙酰胆碱和妥拉苏林亦可导致全视野ERG b波的反应幅度增加

6、麻醉对全视野ERG反应的影响：

麻醉对b波幅度有影响。一些麻醉药物可降低暗视b波50%的反应，但对明视和暗视a波的影响很小。轻度麻醉时，可见b波幅度升高；但深度麻醉导致b波幅度下降。

7、年龄、性别和屈光不正对全视野ERG反应的影响

全视野ERG的一个重要特性是与年龄有关。出生后14小时的新生儿可记录到明适应和暗适应反应，但视功能达到成年人水平一般在一岁后。

超过60岁的老年人，a波和b波的反应幅度降低、潜伏期延长。近视度数≥6D b波的幅度明显降低，眼轴越长，b波幅度越低。

8、屈光介质对全视野ERG反应的影响：

1）屈光介质混浊，全视野ERG幅度减小，常伴潜伏期延长。有时甚至记录不到全视野ERG反应。

2）置换玻璃体：玻璃体切术后用硅油置换玻璃体，其全视野ERG幅度还是显著下降；在视网膜复位后取出硅油，幅度迅速恢复。这表明，ERG幅度的下降与硅油的绝缘性有一定关系。但ERG幅度下降的百分比与被置换的玻璃体百分比不成线性正比关系

9、昼夜节律对全视野ERG反应的影响：

同一天不同时间全视野ERG的幅度值也不相同。

儿童检测的注意事项

婴儿和不配合的儿童（2-6岁）：需镇静 麻醉会影响视杆ERG的b波 角膜接触镜电极不适用

金箔电极（暗适应振幅降到56%）：不常用 DTL纤维电极（暗适应振幅降到46%）：常用 皮肤电极（暗适应振幅降到12%）：常用 儿童视网膜电图检测的临床应用

视网膜色素变性

先天性静止性夜盲

Leber 先天性黑朦

视锥营养不良

视锥视杆营养 Stargardts病

二、视觉诱发电位

视觉诱发电位：是大脑皮层对视觉刺激发生的一簇电信号，又称为视诱发皮层电位（VECP）或 4 视诱发反应（VEP）。是反映视觉通路的传递信号；是研究视觉发育和功能变化的重要工具 分类（刺激形式）：

闪光视诱发电位（F VEP)图形视诱发电位(PVEP)

扫描图形视诱发电位(SPVEP)多焦视觉诱发电位（mfVEP）

儿童视觉诱发电位检测注意事项

1、检测前向患儿和家长进行良好的沟通，检查时幼儿可由亲属抱着或坐在婴儿车里进行。

2、必须在婴幼儿清醒的状态下行VEP检查，注意检查时眼有无偏离固视点及闭眼等情况，必要时暂停VEP 的迭加记录，待注视刺激屏幕后再进行记录。

3、婴幼儿检查需两人，一位引导儿童的注意力；一位操作检查仪（旁边放置玩具或粘贴图片）

4、所有受检儿童的数据必须与相同年龄的正常儿童比较

5、对于没有固视能力的幼儿不应选择图形VEP 检查，可记录闪光VEP。如选用低强度的闪光刺激要注意眼睑有无睁开，高强度闪光刺激时则眼睑的状态对检查结果影响不大

6、单眼记录困难时，可用双眼图形刺激来粗略评估视功能 儿童视觉诱发电位检测的临床应用

婴、幼儿的视觉系统发育与大脑发育是同步进行的，该阶段视觉系统能否顺利发育对一生的视功能状况都有影响。由于受婴、幼儿表达能力及合作程度的限制，如何对其视功能进行准确测定，长期以来一直是小儿眼科工作中的一个难点。VEP 为此提供了一种较为客观及可行的方法 VEP 在小儿眼科方面主要有以下作用：

① 检测正常及患各种先天性眼病婴、幼儿的视力及视觉发育过程； ② 用于疾病的诊断或鉴别诊断 ③ 监测病情发展及判定疗效

展望

视觉电生理检查技术对视觉功能发育特性的研究，以及儿童斜弱视和先天性视网膜疾病的诊断和治疗评价具有非常重要的意义，针对儿童这一特殊群体，开发和应用儿童实用的更为方便、准确和灵敏的设备、检查参数，使之成为临床得力的诊治工具！